Title:
DNA-Sonden für eine In-Situ-Hybridisierung von Chromosomen
Document Type and Number:
Kind Code:
B3

Abstract:

Kit, Sondengemische und Sonden für den Nachweis einer Chromosomenaberration. Gensonde, erhalten durch ein Verfahren mit folgenden Schritten: (a) Untersuchen genomischer Abschnitte auf Sequenzbereiche mit nicht-repetitiven Nukleinsäuresequenzen und Auswählen von ein oder mehreren Nukleinsäuresequenzen; (b) Entwerfen und Synthetisieren von Primerpaaren für eine Polymerasekettenreaktion an den nicht-repetitiven Nukleinsäuresequenzen, wobei die Primer jeweils eine Oligonukleotidsequenz komplementär zum Strang oder Gegenstrang der nicht repetitiven Nukleinsäuresequenz aufweisen, und eine nicht-komplementäre universelle Linkersequenz; (c) Ausführen einer ersten PCR und Erhalten eines ersten Gemisches (Pool A) Nukleinsäurefragmente; (d) Ausführen einer Multiplex-PCR an dem Gemisch (Pool A) unter Verwendung von Primern, welche an die Linker hybridisieren und Erhalt eines Gemisches (Pool B) mit vervielfältigten nicht-repetitiven Nukleinsäurenfragmenten, welche geeignet sind für eine chromogene oder fluoreszierende in-situ-Hybridisierung von Chromosomen (FISH/CISH/ISH).





Inventors:
Weglöhner, Wolfgang, Dr. (16761, Hennigsdorf, DE)
Schindler, Sabrina, Dr. (16761, Hennigsdorf, DE)
Application Number:
DE102016124844A
Publication Date:
01/18/2018
Filing Date:
12/19/2016
Assignee:
InVivo BioTech Services GmbH, 16761 (DE)
International Classes:
C12Q1/6876; C07H21/04; C12Q1/686
Other References:
BIENKO, M. [u.a.]: A versatile genome-scale PCR-based pipeline for high-definition DNA FISH. Nat. Methods (2013) 10 (2) 122-4 (Manuskriptseiten 1-7)
Attorney, Agent or Firm:
Benedum, Ulrich, Dr., 81925, München, DE
Claims:
1. Verfahren zur Detektion von Chromosomen- oder DNA-Bereichen und zum Nachweis von Chromosomenaberrationen, gekennzeichnet durch die Verwendung von direkt oder indirekt markierten Nukleinsäurefragmenten (DNA-Sonden), die hergestellt sind mit einem Verfahren umfassend die Schritte:
a) Auswählen einer Anzahl einmal vorkommender Nukleinsäuresequenzen in einem längerem Genomabschnitt durch Sequenzvergleich;
b) Synthetisieren von Sense- und Antisense-Primern für eine Polymerasekettenreaktion an der Anzahl der ausgewählten Nukleinsäuresequenzen, wobei die Primer jeweils eine Sequenz komplementär zum Strang oder Gegenstrang der ausgewählten Nukleinsäuresequenz aufweisen sowie mindestens eine einheitliche Oligonukleotidsequenz, die unter stringenten Bedingungen nicht mit einer Sequenz des Genoms hybridisiert;
c) Durchführen von Polymerasekettenreaktionen mit der Anzahl Sense- und Antisense-Primer am Genomabschnitt und Erhalten von synthetisierten Nukleinsäurefragmenten, die bekannte einmal vorkommende Genomsequenzen enthalten;
d) Durchführen einer zweiten Polymerasekettenreaktion an den synthetisierten Nukleinsäurefragmenten von Schritt c) unter Verwendung einer Anzahl von Primern, die mit der einheitlichen Oligonukleotidsequenz der Primer hybridisieren und Erhalten amplifizierter einmal vorkommender genomischer Nukleinsäurefragmente, welche eingesetzt werden können für eine chromogene oder fluoreszierende in-situ-Hybridisierung von Chromosomen mit vermindertem Hintergrund.

2. Verfahren nach Anspruch 1, wobei eine Anzahl der nach der Polymerasekettenreaktion in Schritt (c) erhaltenen synthetisierten Nukleinsäurenfragmente vor der zweiten Polymerasekettenreaktion zusammen gegeben werden, bevorzugt vor ihrer Aufreinigung.

3. Verfahren nach Anspruch 1 oder 2, wobei in Schritt (d) eine Markierung oder Aktivierung der Nukleinsäurefragmente erfolgt durch den Einsatz von modifizierten oder markierten Nukleotiden, fluoreszierend oder chromogen markierte Nukleotiden (NTPs) und dNTPs, haptenmarkierten Nukleotiden, chemisch aktiven Nukleotiden, Aminoallyl-Nukleotiden.

4. Verfahren nach Anspruch 1 oder 2, wobei die nach der ersten Polymerasekettenreaktion in Schritt (c) erhaltenen genomischen Nukleinsäurefragmente in Plasmide kloniert werden.

5. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 4, wobei nach Schritt d) eine Umsetzung folgt für einen Einbau von Nachweisgruppen in die genomischen Nukleinsäurefragmente, ausgewählt aus Nicktranslation, chemische Umsetzung, immunologische Reaktion.

6. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 5, wobei in Schritt (a) die genomischen Nukleinsäurensequenzen so ausgewählt werden, dass Produkte mit ähnlicher Größe erzeugt werden.

7. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 6, wobei die in Schritt (a) ausgewählten genomischen Nukleinsäuresequenzen zwischen 100 bis 1000 Basenpaare, besonders bevorzugt 400 bis 600 Basenpaaren besitzen.

8. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 5, wobei die in Schritt (a) ausgewählten genomischen Nukleinsäurensequenzen auf dem Genom zueinander benachbart sind.

9. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 8, wobei Sonden mit unterschiedlichen Markierungen für die in-situ-Hybridisierung hergestellt werden.

10. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 9, die in Schritt (a) ausgewählten genomischen Nukleinsäuresequenzen zu einem Bruchbereich des Chromosoms benachbart sind oder diesen flankieren.

11. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 10, wobei die Markierungen der DNA-Sonden so ausgewählt sind, dass sie bei der in-situ-Hybridisierung von Chromosomen ein Fusionssignal oder ein verändertes Fusionssignal erzeugen.

12. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 11, wobei die Markierung ausgewählt ist aus der Gruppe der farbgebenden Moleküle, Polymethin-Farbstoffe, Thiazol- und Oxazolfarbstoffe, Hoechst 33342 (2′-(4-Ethoxyphenyl)-5-(4-methyl-1-piperazinyl)-2,5′-bi-1H-benzimidazol-trihydrochlorid), 4′,6-Diamidin-2-phenylindol, Alexa 405, Alexa 488, Alexa 594, Alexa 633; Texas Red, Rhodamin; sulfonierte und nicht-sulfonierte Cyanin-Farbstoffe, Cy2, Cy3, Cy5, Cy7; fluoreszierenden Moleküle, Fluorescein, 5,6-Carboxfluorescein, FITC (Fluoresceinisothiocyanat), GFP (grünfluoreszierendes Protein); chemilumineszierende Mokeküle, Acridinium; ATTO®-Fluoreszenzfarbstoffe (Atto-Tec, Siegen, DE), PromoFluor®-Farbstoffe (PromoCell GmbH, Heidelberg, DE), MoBiTec®-Farbstoffe (MoBiTec GmbH, Göttingen, DE), DY®-Farbstoffe (DYOMICS GmbH, Jena, DE) Quantum Dots; Haptene, Digoxigenin, Biotin, 2,4-Dinitrophenol, Avidin; Enzyme für eine farbgebende Reaktion, Peroxidase, Meerrettichperoxidase, alkalische Phosphatase.

13. Sonde für eine in-situ-Hybridisierung zum Nachweis einer Chromosomenaberration, bestehend aus einer Anzahl synthetisierter PCR-Fragmente, hergestellt mit dem Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 12.

14. Sondengemisch oder Testbesteck für den Nachweis einer Chromosomenaberration, das mehrere unterschiedlich markierte Sonden gemäß Anspruch 13 enthält.

Description:
GEBIET DER ERFINDUNG

Die Erfindung betrifft Verfahren zur Herstellung von Sonden für eine in-situ-Hybridisierung von Chromosomen zur Diagnose von Chromosomenaberrationen sowie damit hergestellte DNA-Sonden und Sondengemische.

HINTERGRUND DER ERFINDUNG

In Tumorzellen sind oft Chromosomenaberrationen zu beobachten. Man kann sie durch G-Bänderung feststellen oder in-situ-Hybridisierung (ISH) mit Sonden für bestimmte Genomloci. Bei der Mehrfarben-Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung werden mehrere Genombereiche verschiedenfarbig markiert, welche auch entfernt liegen können von den Loci der Krankheiten und Bruchpunkte, so dass man auch komplexe Chromosomenaberrationen einfach diagnostizieren kann. Manche Abberationen treten nur bei bestimmten Tumoren auf, beispielsweise das Philadelphia-Chromosom bei bestimmten Leukämien, andere geben die Art der Behandlung vor wie besonders bei den Tumoren der Brust. Klinisch relevant sind hierbei das Onkogen ERBB2, welches einen Zelloberflächenrezeptor kodiert, und der Bereich CEN17 für die Zentromerregion des Chromosoms 17. Die ISH erlaubt dann eine Aussage über die Aggressivität des Tumors und eine gezieltere Behandlung der Patienten. Auch bei den Non-Hodgkin-Lymphomen lassen sich Untergruppen über genetische Veränderungen unterscheiden.

Klassische Verfahren zur Herstellung von ISH-Sonden verwenden BAC-Klone (Bacterial Artificial Chromosome), YAC-Klone, Cosmide und Fosmide. Diese enthalten große Bereiche genomischer DNA (bis zu 500 Kilobasen) und damit neben den gesuchten auch repetitive Sequenzen, Pseudogene und paraloge Sequenzen. Diese führen bei der chromogenen oder fluoreszierenden ISH zu unspezifischem Hybridisierungen und Hintergrund, was eine Auswertung erschwert und manchmal unmöglich macht. Besonders in der CISH (Chromogenen-in-situ-Hybridisierung) ist ein hoher Hintergrund oft nicht vermeidbar. CISH-Sonden sind in der Regel kleiner als FISH(Fluoreszierende-in-situ-Hybridisierungs-)Sonden.

Um Hintergrund durch repetitive Sequenzen zu vermeiden, wird im Fall von BAC-Sonden gerne ein hoher Überschuss an sogenannter Blocking-DNA (z.B. Cot-1 DNA, Salmon Sperm DNA, tRNA, o.a.) zugesetzt. Dadurch lassen sich aber trotzdem Signale von den repetitiven Sequenzen nicht komplett vermeiden. Deshalb versucht man oft auch, die BAC-Klone von repetitiven Sequenzen „zu befreien“; siehe Swennenhuis JF et al, Construction of repeat-free fluorescence in situ hybridization probes, 2011, Nucleic Acids Research, 2012, Vol. 40, No. 3, e20, doi:10.1093/nar/gkr1123; WO 2007/053245, und Stand der Technik in 2. Die BAC-Klone werden zufällig fragmentiert, die Fragmente mit Linkern versehen und in einer PCR amplifiziert. Nach Zusatz eines Überschusses von Cot-1DNA wird die DNA aufgeschmolzen und bei 65°C mit einer Doppelstrang-spezifischen Nuklease (DSN – Duplex specific nuclease) verdaut. Die Schritte Amplifikation und Verdau in Gegenwart von Cot-1DNA werden mehrfach wiederholt, bis man eine Sonde bzw. ein Sondengemisch „frei“ von repetitiven humanen Sequenzen erhält. Die Entfernung der repetitiven Sequenzen kann auch durch andere Verfahren erfolgen; siehe Craid JM et al, Removal of repetitive sequences from FISH probes using PCR-assisted affinity chromatography, HUMAN GENETICS (Springer, Berlin, DE) Bd. 100, Seiten 472–476; US 2004029298, WO 2004/083386; WO 01/06014. Diese Verfahren sind aber nicht nur mit erheblichem Aufwand verbunden, sondern auch leider nie vollständig und sicher. Auch kann die Sonden-DNA nicht einfach in Plasmiden gesichert werden.

ISH-Sonden können auch in einer PCR (Polymerasekettenreaktion – polymerase chain reaction) hergestellt werden. Die PCR erfolgt am Genom und gezielt an Bereichen, die frei von repetitiven Sequenzen sind und oft nur einen Teil eines Gens oder einer Domäne kodieren. Repetitive und Alu-Sequenzen sind aber überall im menschlichen Genom und auf allen Chromosomen zu finden. US 8,407,013 B2 offenbart eine computerunterstützte Sequenzanalyse und eine ab initio Generierung von Genomsonden durch PCR; siehe Rogan PK et al Sequence-based design of single-copy genomic DNA probes for fluorescence in situ hybridization, Genome Res. (2001) 11(6): 1086–1094. Zum Stand der Technik siehe auch US 6 150 160-A; US 6 828 097 B1; US 7014997 B2; US 2000 3002204 A1; EP 1127163; US 2000 30108943 A1; DE 69032920; US 2000 30194718 A1; US 2000 40161773 A1; WO 2004/04097050; WO 2004/083386; EP 1285093; WO 2014/036525-A1; WO 2000/188089; EP 2069537; EP 1127163; EP 1669902; und Verfahren gemäß DE 10 2010 029 855 A1. Die Herstellung von Sonden frei von repetitiven Sequenzen bleibt aber problematisch, da die Abdeckung derartiger Sonden oft nicht groß ist. Mehrere Megabasen sind bei klinisch relevanten ISH-Sonden aber gefordert.

Die Sonde muss zudem mit radioaktiven, chromogenen oder fluoreszierenden Gruppen markiert werden. Die Markierung kann enzymatisch durch eine Nick- und Translationsreaktion erfolgen, durch Random Priming oder direktes PCR-Labelling mit markierten Nukleotiden und/oder durch eine chemische Kopplung. Die Markierung in der Amplifikationsreaktion ist aber aufwändig, denn für jede Markierung, jeden Fluoreszenzfarbstoff und jede chromogene Gruppe muss die Polymerasekettenreaktion neu etabliert werden. Sie ist auch abhängig von Sequenzlänge, chemischer Struktur der Modifikation, Länge des Linkers zwischen Markierung und Nukleotid, und auch von der Polymerase und der Beschaffenheit des Ausgangsmaterials. Der Stand der Technik repräsentiert somit ein Problem.

ZUSAMMENFASSUNG DER ERFINDUNG

Das Problem wird gelöst durch das Verfahren gemäß Anspruch 1 und durch Sonden gemäß der Ansprüche 13 und 14. Vorteilhafte Ausführungen des Verfahrens und der Sonden sind den Unteransprüchen zu entnehmen und in den Beispielen beschrieben.

Das Verfahren umfasst die Herstellung direkt oder indirekt markierter Nukleinsäuren, umfassend ein Analysieren von Sequenzen in größeren genomischen Bereichen auf Abschnitte mit spezifischen Sequenzen und Auswählen spezifischer Nukleinsäuresequenzen für bestimmte Orte (Loci); ein Entwerfen und Synthetisieren von Sense- und Antisense-Primerpaaren für eine Polymerasekettenreaktion an ausgewählten spezifischen Nukleinsäuresequenzen, wobei die synthetisierten Primer jeweils eine Sequenz komplementär zum Strang oder Gegenstrang der nicht spezifischen Nukleinsequenz enthalten und eine nicht-komplementäre einheitliche Linkersequenz, welche unter stringenten Bedingungen nicht mit dem Genom hybridisiert und fakultativ eine Schnittsequenz für eine Restriktionsendonuklease enthalten kann; eine Anzahl erster Polymerasekettenreaktionen mit der Anzahl Sense- und Antisense-Primerpaaren und nach Vereinigung der Reaktionsprodukte das Erhalten eines ersten Gemisches (Pool A) synthetisierter PCR-Fragmente, die bekannte (nicht-repetitive) Sequenzen enthalten; eine Multiplex-Polymerasekettenreaktion an dem Gemisch (Pool A) synthetisierter PCR-Fragmente unter Verwendung von Primern, welche an den nicht-komplementären Linkersequenzen hybridisieren und Erhalten eines Gemisches (Pool B) mit vervielfältigten sequenzkontrollierten PCR-Fragmenten ohne repetitive Anteile, welche dann einzeln oder im Gemisch geeignet sind für eine chromogene oder fluoreszierende in-situ-Hybridisierung (CISH oder FISH) von Chromosomen.

In einer Ausführungsform werden die nach der ersten Polymerase-Kettenreaktion im Gemisch vorliegenden synthetisierten Nukleinsäurefragmente größenselektiv analysiert und anschließend aufgereinigt. Weiterhin können vorteilhaft im letzten Amplifikationsschritt modifizierte oder markierte Nukleotide (PCR-Labelling) zugesetzt werden. Werden im letzten Amplifikationsschritt modifizierte Nukleotide zugesetzt, so können dies solche sein, welche eine chemische Kopplung mit einem chromogenen oder fluoreszierenden Gruppe erlauben, bevorzugt Aminoallyl-NTPs.

In einer alternativen Ausführungsform werden die nach der ersten Polymerasekettenreaktion resultierenden Nukleinsäurefragmente in Plasmide kloniert. Der Fachmann erkennt, dass dies unter Restriktion in die Linkersequenz erfolgen kann. Über den Linker können die Fragmente nach Amplifikation der Plasmide in beliebiger Menge generiert werden.

Sondenfragmente können auch einer Reaktion unterworfen werden, welche Nachweisgruppen in die Hybridisierungssonde einbaut oder anhängt. Eingebaute Markierungen können radioaktiv, farbgebend oder fluoreszierend sein. Zu den farbgebenden Gruppen gehören auch Haptene wie Biotin, Avidin, Digoxigenin, denn diese Haptene können in einer Immunreaktion mit einem markierten Antikörper in bekannter Weise sichtbar gemacht werden. Weitere farbgebende Gruppen sind Enzyme, welche eine Farbreaktion katalysieren wie beispielsweise Peroxidasen oder Laktase. Es können auch modifizierten Nukleotide mit einer reaktiven Gruppe wie Allylamin eingesetzt werden, die mit entsprechenden Farbstoffgruppen umgesetzt werden können.

Das offenbarte Verfahren bietet den Vorteil, dass die in Schritt (a) ausgewählten nicht-repetitiven Nukleinsäurensequenzen so gewählt werden können, dass sie in der ersten multiplen Polymerasekettenreaktion mit im wesentlichen gleicher Häufigkeit vervielfältigt werden. Vorzugsweise werden die Sequenzabschnitte so gewählt in Schritt (a), dass nicht-repetitive PCR-Fragmente mit 100 bis 5000 Basenpaare, bevorzugt mit 100 bis 1000 Basenpaaren resultieren. Ganz besonders bevorzugt sind Fragemente mit 400 bis 600 Basenpaaren. Weiterhin liegen vorteilhaft die im Analyseschritt ausgewählten nicht-repetitiven Nukleinsäurensequenzen auf dem zu untersuchenden Genom zueinander benachbart, so dass eine höhere Signalintensität bei der in-situ-Hybridisierung resultiert.

Für den Nachweis von Chromosomenaberrationen sind oft mehrere Sonden mit unterschiedlichen Markierungen erforderlich. Offenbart ist daher auch die Herstellung einer Mehrzahl Sonden mit unterschiedlichen Markierungen. Es ist vorteilhaft, wenn die im ersten Schritt ausgewählten spezifischen Nukleotidsequenzen zu einem Bruchbereich im Chromosom benachbart sind. Besonders vorteilhaft und praktisch für die Diagnostik ist, wenn die im Analyseschritt ausgewählten spezifischen Sequenzen einen Bruchbereich flankieren und unterschiedlich markiert sind, da so unmittelbar eine Chromosomenaberrationen diagnostiziert werden kann. Die verschiedenen Markierungen der Sonden können auch so für benachbarte Sequenzen gewählt werden, dass die Farbmarkierungen zunächst eine Mischfarbe ergeben und bei einer Aberration ein Farbwechsel zu beobachten ist bzw. zwei unterschiedliche Farbsignale. Auch der umgekehrte Vorgang kann erfolgen, also zwei unterschiedliche Farbsignale im Fall einer Aberration ein Mischsignal bzw. ein Fusionssignal produzieren. In anderen Fällen können auch Sequenzen gewählt werden, die aus einem Bereich sind oder diesen flankieren, der bei einer Aberration vervielfältigt wird, gegebenenfalls im Rahmen einer balancierten, unbalancierten und reziproken Translokation.

Die Markierung der Sonden ist bevorzugt ausgewählt aus der Gruppe: farbgebende Molekülen, Polymethin-Farbstoffe, Thiazol- und Oxazolfarbstoffe, Hoechst 33342 (2′-(4-Ethoxyphenyl)-5-(4-methyl-1-piperazinyl)-2,5′-bi-1H-benzimidazol trihydrochlorid), 4′,6-Diamidin-2-phenylindol, Alexa 405, Alexa 488, Alexa 594, Alexa 633; Texas Red, Rhodamin; sulfonierte und nicht-sulfonierte Cyanin-Farbstoffe, Cy2, Cy3, Cy5, Cy7; fluoreszierenden Moleküle, Fluorescein, 5,6-Carboxfluorescein, FITC (Fluoresceiniso thiocyanat), GFP (grünfluoreszierendes Protein); chemilumineszierende Mokeküle, Acridinium; ATTO®-Fluoreszenzfarbstoffe (Atto-Tec, Siegen, DE), PromoFluor®-Farbstoffe (PromoCell GmbH, Heidelberg, DE), MoBiTec®-Farbstoffe (MoBiTec GmbH, Goettingen, DE), DY®-Farbstoffe (DYOMICS GmbH, Jena, DE) Quantum Dots; Haptene, Digoxigenin, Biotin, 2,4-Dinitrophenol, Avidin; Enzyme für eine farbgebende Reaktion, Peroxidase, Meerrettichperoxidase, alkalische Phosphatase.

Eine Ausführungsform betrifft die Bereitstellung einer markierten Sonde für eine in-situ-Hybridisierung zum Nachweis einer Chromosomenaberration, bestehend aus einer Mehrzahl PCR-Fragmente, deren Sequenzen keine Wiederholungen, Pseudogene und paralogen Gene enthalten und die auf dem Humangenom benachbart sind. Eine weitere Ausführungsform betrifft ein Sondengemisch beziehungsweise ein Nachweisbesteck für eine bestimmte Chromosomenaberration, das mehrere unterschiedlich markierte Sonden enthält, welche die jeweiligen Bruchpunktbereiche flankieren.

Es werden weitere Vorteile, Ausführungsformen und Vorteile der Erfindung in Beispielen und mit Bezug auf die anliegenden Abbildungen beschrieben.

KURZBESCHREIBUNG DER ABBILDUNGEN

Es zeigt:

1 eine zeichnerische Darstellung der Schritte zur Herstellung sequenzkontrollierter PCR-Sonden für die in-situ-Hybridisierung (ISH) von Chromosomen;

2 eine Schemazeichnung der Schritte zur Gewinnung von Repeat-reduzierter ISH-Sonden nach dem Stand der Technik;

3 Fluoreszenz-Mikroskopaufnahmen von Proben nach Kontrollfärbung des Zellkerns mit DAPI (4‘,6-Diaminophenolindol) sowie verschiedenen in-situ-Hybridisierungen, wobei die sequenzkontrollierte ISH-Sonde in der PCR-Reaktion („One-Step“) markiert wurde: linke Spalte: Kontrollfärbung des Zellkerns mit DAPI; rechte Spalte: in-situ-Hybridisierung mit Sonden für die Gene HER2, MDM2, MET und FGFR1 bzw. das Zentromer;

4 Fluoroszenzmikroskopaufnahmen von Proben nach Kontrollfärbung des Zellkerns mit DAPI (4‘,6-Diaminophenolindol) und verschiedenen in-situ-Hybridisierungen, wobei die sequenzkontrollierte ISH-Sonde durch Nicktranslation markiert wurde: linke Spalte: Kontrollfärbung des Zellkerns mit DAPI; rechte Spalte: in-situ-Hybridisierung mit Sonden für die Gene HER2, MDM2, MET und FGFR1 bzw. das Zentromer.

DETAILLIERTE BESCHREIBUNG DER ERFINDUNG

Die Generierung sequenzkontrollierter PCR-Sonden kann von genomischer DNA erfolgen. Die vollständige Sequenz des Humangenoms ist bekannt und kann Datenbanken entnommen werden. Sie ist der Ausgangspunkt für das Design der FISH/CISH-Sonden. Es kann auch mit der Sequenz von BAC-Klonen oder anderen DNA-Trägern (Plasmide, Cosmide, Fosmide, YACs) begonnen werden, sollten die Träger und deren Sequenzen zur Verfügung stehen. Alles was nachstehend an genomischer DNA beschrieben wird, kann auch mit den anderen Trägern erfolgen.

Siehe 1. In einem ersten Schritt (a) werden die genomische Sequenz und die genetische Zusammenstellung der Region anhand der Sequenzen in den Datenbanken mittels Computeranalyse untersucht. Gesucht und identifiziert werden in der genomischen Sequenz hierbei alle Bereiche mit einfachen Repeats, Alu-Sequenzen und komplexen Wiederholungen sowie alle Pseudogene und paralogen Abschnitte. Diese Sequenzen sind für die ISH-Sonde ungeeignet. Öffentliche Genomdatenbanken stellen bereit das NCBI (National Center for Biotechnology Information, Bethesda, Maryland) oder sind ENSEMBL (gepflegt vom European Bioinformatics Institute (EBI) und dem European Molecular Biology Laboratory (EMBL), Heidelberg, DE) oder sind zugänglich über den UCSC-Genome Browser (University of California, Santa Cruz, US). Eventuelle unspezifische Sequenzbereiche können unter Verwendung gängiger Analyseprogramme weiter eingegrenzt und identifiziert werden.

In die Hybridisierungssonde werden nur Sequenzen aufgenommen, die spezifisch für einen Lokus sind und einmal vorkommen. Ausgeschlossen werden Sequenzen, die bei einer Chromosomenhybridisierung auch an anderen Loci hybridisieren und somit unspezifisch zum Hintergrund beitragen (Schritt a). Für die so kontrollierten genomischen Sequenzen, welche nur einmal im Chromosom vorkommen, wird dann (b) eine Bibliothek von Sense- und Antisense-Primern erstellt. Die Primer werden synthetisiert jeweils mit einer spezifischen Primersequenz und einem uniformen Linker. Sense- und Antisense-Primer werden auf Basis der bekannten Genomsequenz so geplant und gewählt, dass bei der PCR und der nachfolgenden Amplifikation im Wesentlichen gleich lange DNA-Fragmente resultieren. Es werden für jeden Genombereich typisch 200 Primer entworfen und synthetisiert, so dass nach der PCR der Lokus auf dem Genom abschnittsweise von 100 DNA-Fragmenten abgedeckt wird. In einer ersten Amplifikation werden mittels der Primer die spezifischen Fragmente in individuellen PCR-Reaktionen generiert, die resultierenden PCR Fragmente auf Reinheit und Größe überprüft und in einem Schritt (d) miteinander vereinigt bzw. gepoolt (Pool A). Nach einer Aufreinigung des Pools (Pool A) werden 10 ng gepoolte PCR-DNA als Matrize für eine zweite Amplifikation verwendet – (Schritt e) – wobei in dieser Amplifikation die Linker als Sense- und Antisense-Primer dienen. Da alle Fragmente des A-Pools gleiche Linker besitzen und eine geplante ähnliche Größe, werden alle PCR-Fragmente aus Pool A in dieser Reaktion gleichermaßen vervielfältigt (Multiplex-PCR). Es resultiert ein gemischter Pool PCR-Fragmente (Pool B).

Werden in dieser letzten Reaktion markierte Nukleotide zugesetzt (One-Step-PCR-Labelling), resultiert ein Pool B mit markierten PCR-Fragmenten ähnlicher Größe. Nach Aufreinigung können diese in der in-situ-Hybridisierung eingesetzt werden. Alternativ kann der Pool B mit den gemischten PCR-Fragmenten nach der zweiten Vervielfältigung auch durch Nick-Translation markiert werden.

Um einen Genlokus robust in der FISH/CISH detektieren zu können, müssen in der Regel genomische Bereiche von 100 bis 1000 Kilobasen für das Sondendesign untersucht werden. Es werden also 1 bis 10 Multiplex-PCR-Sonden hergestellt, die in Kombination die eigentliche Sonde ergeben. Die so erzeugte Sonde enthält bereits von Beginn der Herstellung an keine repetitiven Elemente, Pseudogene oder Paraloge. Die Sonde kann in beliebiger Menge hergestellt werden. Da die einzelnen PCR-Fragmente im Wesentlichen ähnlich groß sind, beziehungsweise ihre Länge vorgegeben ist, stellt der direkte Einbau von markierten Nukleotiden keine großen Anforderungen mehr. In der üblichen Multiplex-PCR oder Linker-PCR können eingesetzt werden: (a) nicht chemisch veränderte bzw. unveränderte dNTPs, wenn die nachfolgende Markierung durch klassische enzymatische Verfahren wie beispielsweise Nick-Translation erfolgt, (b) mit Fluoreszenzfarbstoffen (beispielswiese Atto488 oder Cy3) oder Haptenen (zum Beispiel Digoxigenin-, Dinitrophenol- oder Biotin-)markierte dNTPs, wobei die Markierung direkt in der Linker-PCR erfolgen kann. Für die Zugabe der Fluoreszenzfarbstoff- bzw. Hapten-markierten dNTPs muss man das Verhältnis bestimmen, in dem diese zugesetzt werden. Dieses wird je nach Markierung und dNTP (dUTP:fluoreszenzmarkierte-dNTP) zwischen 1:1 und 1:20 liegen; oder (c) chemisch reaktive dNTPs wie bspw. Aminoallyl-dNTP. Die Markierung kann auch nach der Synthese durch chemische Kopplung mit aminreaktiven NHS-Ester-aktivierten (NHS = N-hydroxysuccinimid) Farbstoff oder Haptenderivaten erfolgen. Die Zugabe reaktiver Aminoallyl-Nukleotiden bzw. Aminoallyl-dNTPs erfolgt, je nach Sondentyp (Gensonde oder Zentromersonde) im Verhältnis zwischen 5:1 und 1:5. Die DNA-Sonde wird dann post Synthese durch Umsetzen mit aminreaktivem Farbstoff bzw. Fluoreszenzfarbstoff markiert. Erfolgt die Markierung der DNA-Sonde nicht direkt mit Fluoreszenzfarbstoffen oder Haptenen, muss die Markierung im Anschluss an die Linkeramplifikation erfolgen.

BEISPIELEBeispiel 1 Herstellung einer Lokussonde für das Gen HER21. Design der HER2-Lokussonde in silico

Für das Design der HER2(ERBB2)-Gensonde wurde auf Chromosom 17 der Genombereich mit dem HER2-Gen und große Flanken 5‘ und 3‘ dazu ausgewählt. Die HER2-Gensonde deckte auf Chromosom 17 ab den Bereich von 39.395.605 bis 39.799.506. Die genomische Sequenz wurde in den Datenbanken Ensembl (www.ensembl.org) und NCBI (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/) analysiert und vier geeignete Abschnitte für die Sonde identifiziert. Der erste Genomabschnitt war Chromosom 17: 39. 395.605–39.569. 361. Die nachstehende Darstellung betrifft nur diesen Abschnitt; die drei anderen genomischen Abschnitte am HER2-Lokus wurden analog abgearbeitet.

Im Genomabschnitt 39.395.605–39.569.361 wurden alle repetitiven Elemente, Alu-Sequenzen, Pseudogene und paraloge Sequenzabschnitten mit gängigen Analyseprogrammen identifiziert. Repetitive Elemente, Pseudogene und paraloge Sequenzen wurden ausgeschlossen. Die für den ersten Genomabschnitt spezifischen Sequenzen wurden in Abschnitte mit 250 bis 800 Basenpaaren unterteilt. Teilsequenzen mit weniger als 250 Basenpaaren wurden nicht berücksichtigt. Nach dieser Analyse enthielt die genomische Zielsequenz in den vier gewählten genomischen Abschnitten jeweils nur noch 40 bis 60 Prozent der Ausgangssequenz – circa die Hälfte der genomischen Ausgangssequenz wurde somit als unspezifisch verworfen.

2. Primerdesign in silico

Zu den spezifischen Sequenzabschnitten wurden Sense- und Antisense-Primer geplant und synthetisiert für Genomfragmente mit 250 bis 800 Basenpaaren. Die Primer waren einerseits komplementär zur Genomsequenz, die amplifiziert werden sollte, andererseits enthielten sie auch eine universelle Linkersequenz mit einer Schnittstelle für eine Restriktionsendonuklease. Sense- und Antisense-Primer waren so geplant, dass in der PCR am Genom die resultierenden Produkte ähnlich lang wurden. Angestrebt wurde eine Fragmentlänge von ca. 500 Basenpaaren. Davon wurde nur abgewichen, wenn es die Spezifität bzw. die Funktionalität des Primerpaares es verlangte. Es wurden jeweils ca. 200 Primer für jeden der vier genomischen Abschnitte entworfen und synthetisiert. Tabelle 1 im Anschluss an die Beschreibung enthält eine repräsentative Liste der so ermittelten Sense- und Antisense-Primer für den Genomabschnitt 39.395.605–39.569.361 auf Chromosom 17.

3. Amplifikation der Einzelfragmente

Die Amplifikation der Genomfragmente erfolgte in 50 µl Ansätzen für jedes Sense- und Antisense-Primerpaar. Die einzelnen PCR-Reaktionen erfolgten im Hochdurchsatzverfahren (96-Well) mit 55°C Anlagerungstemperatur (Primer-Annealing) und jeweils 15 Sekunden Strangverlängerung (Elongation) über 35 Zyklen.

Die erhaltenen PCR-Fragmente wurden auf dem Agarosegel auf Reinheit und Größe überprüft. Es wurden nur PCR-Produkte mit spezifischer Bande der erwarteten Größe verwendet, so dass deren Sequenz effektiv kontrolliert und bekannt war. Die Ausbeute an korrekten PCR-Produkten betrug über 90%.

4. Schneiden der Einzelfragmente mit Restriktionsenzymen und Klonierung

Die PCR-Produkte wurden in der Regel blunt ohne Schneiden in ein Trägerplasmid kloniert und so gesichert. Einige PCR-Produkte wurden auch nach Schneiden in ein Plasmid kloniert. Die vereinzelt vorgenommene Überprüfung der Sequenzrichtigkeit war unproblematisch und erfolgte in bekannter Weise.

5. Poolen und Aufarbeitung der Einzelfragmente

Die ca. 100 PCR-Produkte wurden gepoolt und aufgearbeitet, um Primer, Proteine, freie Nukleotide und Salze zu entfernen. Es folgte eine photometrische Messung und optische Analyse des Gemisches (Pool A) durch Agarose-Gelelektrophorese.

6. Amplifikation des Pools über universelle Linker (Multiplex-PCR) und Markierung

Die zweite Amplifikation über die universellen Linker erfolgte mit einer Hochleistungs-Taq-Polymerase für große Ausbeuten, direkt mit dem Gemisch der Einzelfragmente (Pool A) als Template (Multiplex-PCR). In dieser Multiplex-PCR/ Linker-PCR wurden mit Fluoreszenzfarbstoffen (z.B. Atto488 oder Cy3) markierte dNTPs eingesetzt. Die Zugabe der fluoreszenzmarkierten dNTPs erfolgte in einem getesten Verhältnis, abhängig vom markierten dNTP, und für die unterschiedlichen Sonden unterschiedlich (Gensonde oder Zentromersonde). Das Verhältnis betrug über die verschiedenen Sonden und je nach Markierung zwischen 5:1 und 1:5.

7. Aufreinigung der markierten DNA-Sonde

Nach Markierungs- und Amplifikationsreaktion folgte eine letzte Aufreinigung der markierten Multiplex-PCR-Sonden durch Präzipitation und Chromatographie, wobei freie dNTPs, markierte Nukleotide, Sense- und Anti-sense-Primer sowie Enzym entfernt wurden. Es folgte eine photometrische Messung und Bestimmung der Einbaurate an Fluoreszenz in den FISH-Sonden sowie eine finale Überprüfung der Sonde durch Agarose-Gelelektrophorese.

8. Zusätzliche Fragmentierung von DNA-Sonden

Optional wurden die DNA-Sonden noch nachfragmentiert, wenn sie wegen ihrer Länge zuviel Hintergrund bei der ISH produzierten. Allgemein ist eine Länge von 200 bis 300 Basenpaaren für die ISH günstig. Die Nachfragmentierung erfolgte physikalisch, kann aber auch enzymatisch oder chemisch erfolgen. Die Fragmentgrößenverteilung wurde durch Agarosegel-Elektrophorese analysiert.

9. Fertigstellung der DNA-Sonde

Die HER2-Lokussonde umfasste vier Abschnitte. Die vorstehenden Schritte 1 bis 8 betrafen einen ersten Abschnitt. Die finale DNA-Sonde bestand aus vier getrennten Präparationen (4 Multiplex-PCR-Sonden). Alternativ können diese vier einzelnen Präparationen auch nach der universellen Linker-Amplifikation vereinigt und zusammen markiert und aufgereinigt werden, was aber weniger Kontrolle erlaubt. Je nach Lokus, Sondenart (Amplifikationssonde, Break-Apart-Sonde, Fusionssonde) und Vorgaben der Anwender wird ein DNA-Sondengemisch aus 1 bis 10 Präparationen (Multiplex-PCR-Sonden) bestehen.

Beispiel 2 In-situ-Hybridisierungen von Chromosomen mit markierten PCR-Sonden

Variante 1: Die ISH mit DNA-Sonden kann mit Standardverfahren an Geweben oder Zellen erfolgen, beispielsweise entsprechend den Empfehlungen des Arbeitskreises Laboratorium der DGHO (Deutschen Gesellschaft für Hämatologie und Onkologie). Die in-situ Hybrisierung erfolgt hierbei an Interphasezellen von Zellkulturen oder Geweben. Die Ziel-DNA ist jeweils die nukleäre DNA von Interphasenzellkernen, welche auf einem Objektträger fixiert sind. Die Sonde ist dabei wie in Beispiel 1 beschrieben hergestellt und markiert. Typischerweise werden die Zellkerne mit dem Fluorochrom DAPI (4,6-diamidino-2-Phenylindol) gegengefärbt. FISH kann prinzipiell an folgenden Materialien erfolgen: peripheres Blut (PB), Knochenmark (KM), Paraffinschnitte, Tumorgewebe, Zytospinpräparate, Fruchtwasser, Methanol-Eisessig fixierte Zellen/Metaphasen etc. Andere Patientenproben wie Blut oder Knochenmark werden nach Ficoll-Separation mit Methanol/Essigsäure fixiert (Verhältnis 3:1) und bis zur Hybridisierung bei –20°C eingefroren. Bei Fruchtwasser oder Paraffinschnitten sind besondere Vorbehandlungen notwendig.

Variante 2: In den Beispielen (siehe 3 und 4) wurden die in Paraffin gebetteten Zellen von Zelllinien (Zellkulturen) nach einem Standardverfahren am Mikrotom geschnitten und auf einen gereinigten Objektträger gezogen. Die anschließende Behandlung der in Paraffin gebetteten Zellen erfolgte ebenfalls nach Standardverfahren. Die Entparaffinierung wurde mit einer Xylol- und einer Alkoholreihe gewährleistet. Eine Vorbehandlung erfolgte bei 95°C für wenige Minuten in Citrat-Vorbehandlungspuffer. Es folgte ein partieller Verdau der Zellen mit Pepsinlösung, um die Zellkerne möglichst von Zytoplasma zu befreien und zugänglich zu machen. Nach einer Entwässerung in einer Alkoholreihe wurde ein Sonden-Hybridisierung-Gemisch auf die Zellen pipettiert und mit einem Deckglas und Dichtmittel versiegelt. Die Zellkerne und die Hybridisierungsprobe wurden bei 75°C für 10 Minuten denaturiert, langsam auf 37°C abgekühlt und in einer feuchten Kammer bei 37°C über Nacht hybridisiert (16 h). Nach Entfernen des Deckglases folgten zwei Waschungen bei 37°C mit Waschlösung. Die Hybridisierungssignale wurden am Fluoreszenzmikroskop mit entsprechenden Filtern ausgewertet und dokumentiert. 3 und 4 zeigen die Ergebnisse für unterschiedlich markierte Sonden (durch Nicktranslation bzw. One-Step-PCR-Labelling). In beiden Fällen waren die Hybridisierungssignal klar erkennbar und die Hintergrundhybridisierung war vernachlässigbar. TABELLE1 Sense- und Antisense-Primer für den Genomabschnitt 39.395.605–39.569.361 auf Chromosom 17.

Es folgt ein Sequenzprotokoll nach WIPO St. 25.Dieses kann von der amtlichen Veröffentlichungsplattform des DPMA heruntergeladen werden.