Title:
Kontrollgene zur Normalisierung von Genexpressionsanalysedaten
Kind Code:
B4


Abstract:

Kontrollgen-Satz zur Normalisierung von Genexpressionsanalysedaten aus Blutproben eines Patienten mit Erkrankungen mit systemischer Immunreaktion, insbesondere SIRS, Sepsis, schwere Sepsis, septischer Schock oder Multiorganversagen, Trauma, entzündlichen Erkrankungen, lokalen Infektionen, sowie eines post-operativen Patienten, wobei der Kontrollgen-Satz folgende RNA-Sequenzen umfasst: SEQ-ID 87, SEQ-ID 89, SEQ-ID 90, SEQ-ID 91, SEQ-ID 93, SEQ-ID 95 und SEQ-ID 96.




Inventors:
Rußwurm, Stefan, PD Dr. (07743, Jena, DE)
Saluz, Hans Peter, Prof. (07743, Jena, DE)
Deigner, Hans-Peter, Prof. (68623, Lampertheim, DE)
Application Number:
DE102007010252A
Publication Date:
09/04/2008
Filing Date:
03/02/2007
Assignee:
SIRS-Lab GmbH, 07745 (DE)
International Classes:
Domestic Patent References:
DE60023496T2N/A2006-07-27



Foreign References:
WO2005083115A22005-09-09
Other References:
Chemical Abstract AN 146:435738. In: Acta Medica Nagasakiensia, 51, 2006, 2, 57-63.
Medline Abstract AN 2004 545 916. In: Journal of Biotechnology, 114, 2004, 1-2, 121-124.
Medline Abstract AN 2006 143 439. In: Nutrition (Burbank, Los Angeles, Calif.), 22, 2006, 4, 408-413.
Medline Abstract AN 2006 228 769. In: Journal of Pineal Research, 40, 2006, 4, 305-311.
Thomas D. Schmittgen, Brian A. Zakrajsek: Effect of experimental treatment on housekeeping gene expression: validation by real-time, quantitative RT-PCR. In: J. Biochem. Biophys. Methods, 46, 2000, 69-81.
Attorney, Agent or Firm:
WINTER, BRANDL, FÜRNISS, HÜBNER, RÖSS, KAISER, POLTE, Partnerschaft, 85354, Freising, DE
Claims:
1. Kontrollgen-Satz zur Normalisierung von Genexpressionsanalysedaten aus Blutproben eines Patienten mit Erkrankungen mit systemischer Immunreaktion, insbesondere SIRS, Sepsis, schwere Sepsis, septischer Schock oder Multiorganversagen, Trauma, entzündlichen Erkrankungen, lokalen Infektionen, sowie eines post-operativen Patienten, wobei der Kontrollgen-Satz folgende RNA-Sequenzen umfasst: SEQ-ID 87, SEQ-ID 89, SEQ-ID 90, SEQ-ID 91, SEQ-ID 93, SEQ-ID 95 und SEQ-ID 96.

2. Primer-Satz, abgeleitet aus dem Kontrollgen-Satz gemäß Anspruch 1 zur Normalisierung von auf Nukleinsäureamplifikation basierenden Genexpressionsanalysedaten, aus Blutproben eines Patienten, wobei der Primer-Satz folgende DNA-Sequenzen umfasst: SEQ-ID 8 bis SEQ-ID 21.

3. Sonden-Satz, abgeleitet aus dem Kontrollgen-Satz gemäß Anspruch 1 zur Normalisierung von Genexpressionsanalysedaten aus Blutproben eines Patienten, wobei der Sondensatz folgende DNA-Sequenzen umfasst: SEQ-ID 1 bis SEQ-ID 7 sowie deren komplementäre Nukleinsäuresequenzen.

4. Verfahren zur Normalisierung von Genexpressionsanalysedaten mit einem Kontrollnukleinsäure-Satz, ausgewählt aus einem Kontrollgen-Satz gemäß Anspruch 1 oder einem Primer-Satz gemäß Anspruch 2 oder einem Sonden-Satz gemäß Anspruch 3,
wobei
a) wenigstens ein Genexpressionsanalyse-Assay an Blutproben eines Patienten in vitro durchgeführt wird, wobei das Genexpressions-Assay ausgewählt wird aus: i) Isolation von Nukleinsäuren aus einer Blutprobe; ii) ggf. einer Co-amplifikation eines Kontrollnukleinsäuresatzes sowie den zu testenden Nukleinsäuren; und iii) Sondenhybridisierung;
b) als Basis für die Normalisierung der Genexpressionsanalysedaten der zu untersuchenden Proben der Kontrollnukleinsäure-Satz im selben Assay mit untersucht wird;
c) Signale aus den Genexpressionsanalysen erfasst werden, welche das Ausmaß der Genexpression einer Mehrzahl von Genen sowie des Kontrollnukleinsäure-Satzes wiedergeben;
d) die in Schritt c) erhaltenen Signaldaten einer mathematischen Transformation unterzogen werden, um die technische Variabilität der Signaldaten wenigstens abzuschwächen, wobei die mathematische Transformation der Signaldaten mittels des arsinh oder mittels eines logarithmischen Ansatzes durchgeführt wird; und
e) um somit die transformierten Signaldaten der zu untersuchenden Proben zu normalisieren.

5. Verfahren nach Anspruch 4, wobei die Nukleinsäuren mRNA oder microRNA umfassen.

6. Verfahren nach einem der Ansprüche 4 oder 5, wobei die Nukleinsäuren mittels PCR, real time-PCR, NASBA, TMA oder SDA amplifiziert werden.

7. Verfahren nach einem der Ansprüche 4 bis 6, wobei die Expressionswerte der Kontroll- und Testnukleinsäuren mittels Hybridisierungsverfahren ermittelt werden.

8. Verfahren nach einem der Ansprüche 4 bis 7, wobei die Messung der Expressionswerte der Kontroll- und/oder Testnukleinsäuren in Lösung oder an Nukleinsäuren, die an einem Träger immobilisiert sind, erfolgt.

9. Verfahren nach Anspruch 8, wobei der Träger ein Microarray, Partikel, Bead, Glas, Metall oder Membran ist.

10. Verfahren nach einem der Ansprüche 4 bis 9, wobei die Kontroll- und/oder Test-Nukleinsäuren indirekt über andere Bindungspartner wie Antikörper, Antigene, Oligonukleotide, Molecular beacons oder Enzyme an den Träger gekoppelt sind.

11. Verwendung der mit dem Verfahren gemäß Anspruch 4 in vitro aus einer Patientenprobe ermittelten Expressionswerte der Kontroll- und Testnukleinsäuren als Inputparameter für die Herstellung von Software für die Beschreibung der individuellen Prognose eines Patienten, für Diagnosezwecke, für Therapieentscheidungen und/oder Patientendatenmangementsysteme.

12. Verwendung eines Kontrollnukleinsäure-Satzes, ausgewählt aus einem Kontrollgen-Satz gemäß Anspruch 1 oder einem Primer-Satz gemäß Anspruch 2 oder einem Sonden-Satz Anspruch 3, zur Normalisierung eines Genexpressionsanalyse-Verfahrens zur Diagnose von Erkrankungen mit systemischer Immunreaktion.

13. Verwendung nach Anspruch 12, wobei die Erkrankungen ausgewählt sind aus: Sepsis, schwerer Sepsis, septischem Schock oder Multiorganversagen.

14. Verwendung nach Anspruch 12 oder 13 in einem Verfahren zur in vitro Diagnose von SIRS, Sepsis, schwerer Sepsis, septischem Schock oder Multiorganversagen in einem Individuum unter Verwendung von Kontrollnukleinsäuresätzen und Testnukleinsäuren, deren Expression spezifisch für SIRS oder Sepsis sind, die folgenden Schritte umfassend:
a) gleichzeitige Isolation der Kontroll- und Testnukleinsäuren aus einer Probe des Individuums;
b) gegebenenfalls Amplifikation der Kontroll- und Testnukleinsäuren;
c) Bestimmung der Expressionswerte der Kontroll- und Testnukleinsäuren;
d) eine Normalisierung der Genexpression der Testnukleinsäuren basierend auf den Expressionswerten der Kontrollnukleinsäuren; und
e) Bestimmung ob die normalisierten Expressionswerte der Testnukleinsäure einen spezifischen Wert für SIRS, Sepsis, schwerer Sepsis, septischem Schock oder Multiorganversagen erreicht haben.

Description:

Die vorliegende Erfindung betrifft Kontrollgene, insbesondere einen Kontrollgen-Satz gemäß Anspruch 1 zur Normalisierung von Genexpressionsanalysedaten, aus den Kontrollgenen abgeleitete PCR-Primer, insbesondere PCR-Primer-Satz gemäß Anspruch 2, aus den Kontrollgenen abgeleitete Sonden, insbesondere Sonden-Satz gemäß Anspruch 3 sowie ein Verfahren zur Normalisierung von Genexpressionsanalysen gemäß Anspruch 4.

Nach wie vor besteht ein Bedarf, Gene, insbesondere aus Blutzellen, zu identifizieren, welche in ihrer Expression unter verschiedenen Bedingungen nur minimale Variation zeigen. Diese sogenannten „Housekeeper” oder „Housekeeping”-Gene finden Anwendung als Referenzen, interne Kontrollen und Bezugswerte bei der Quantifikation der Genexpression und von RNA und mRNA mit Methoden wie Northern Blotting, Ribonuklease Protection assay, Kapillarelektrophorese, Microarrays und quantitativer real-time PCR sowie mittels weiterer Verfahren zur direkten Messung der Transkription und Messung nach vorheriger Amplifikation.

Im Folgenden werden die Begriffe Housekeeper, Housekeeping-Gene und Expressionskontrollgene unter dem Begriff Kontrollgene zusammengefasst. Diese Vereinfachung wird aus Gründen der Lesbarkeit vorgenommen und stellt keine Einschränkung der Erfindung dar.

Eine Normalisierung quantitativer Daten mittels Kontrollgenen hat zahlreiche Anwendungsmöglichkeiten. Die Kontrollgene ermöglichen eine Identifikation von Genen deren Aktivität bei verschiedenen Krankheitszuständen differentiell reguliert wird sowie die Entwicklung darauf basierender Diagnostika.

Ein Kontrollgen ist ein Gen, welches minimale Änderung der Expression und Transkription über verschiedene RNA Proben zeigt und damit als Kontrolle zur Messung veränderlicher Genaktivitäten über verschiedene Proben dient. Kein Gen zeigt unveränderte Aktivität über alle Gewebe. Daher besteht ein hoher Bedarf an neuen Kontrollgenen, insbesondere für Blut, da Expressionswerte aus Blut diagnostisch angewendet werden.

Obwohl verschiedene Kontrollgene literaturbekannt sind [1], sind keine Kontrollgene und deren Transkripte sowie deren kombinierte Verwendung zur Normalisierung der Genexpression und Transkription aus Vollblutproben und Blutzellen bekannt. Transkripte (auch mRNA und microRNA sowie weitere RNA) mit konstanter Konzentration in Blutzellen und in Zellen aus Organen und peripherem Gewebe welche in Vollblut lokalisiert sind, stellen eine Voraussetzung zur Normalisierung von Genaktivitäten und zur Ermittlung der Veränderungen anderer Genaktivitäten dar und somit eine Voraussetzung für Blut-basierte Diagnostik. Ebenso sind bereits verschiedene Studien zur Messung der Genaktivität für die Diagnose/Prognose von SIRS und Sepsis publiziert, beispielsweise [2, 3], eine Verwendung und Quantifizierung dieser Genaktivitätssignale mittels Kontrollgenen aus Blut wurde jedoch noch nicht beschrieben.

Es besteht somit ein Bedarf an robusten und über eine Stabilität verfügender Kontrollgene aus Blut und Blutzellen, die eine Normalisierung und Quantifizierung der Genexpression von krankheitsspezifischen Genen oder Genclustern ermöglicht.

Ausgangspunkt für die in der vorliegenden Patentanmeldung offenbarten Erfindung ist die Erkenntnis, dass Genaktivitäten verschiedener Gene, welche in Blutzellen vorkommen, in Proben eines Individuums bei dem Sepsis-typische Krankheitserscheinungen (entsprechend der Definition in [4]) festgestellt werden, sich von den Genaktivitäten der gleichen Gene von Individuen, bei denen keine Sepsis diagnostiziert wurde nicht unterscheiden und gemeinsam oder einzeln als Kontrollgene zur Normalisierung von Genaktivitäten aus Blutzellen und zur Konzentrationsbestimmung von Transkripten aus Blut verwendet werden können. Dies erlaubt die Normalisierung und relative Quantifizierung der Aktivitäten anderer Gene, was zur Diagnose, Prognose, Therapie und Verlaufskontrolle genutzt werden kann.

Der vorliegenden Erfindung liegt somit die Aufgabe zugrunde, Mittel und Verfahren zur Verfügung zu stellen, welche einen Bezugspunkt zur Unterscheidung krankheitsbedingter Genexpressionsänderungen und damit eine Diagnose oder Verlaufskontrolle der Therapie ermöglicht.

Diese Aufgabe wird durch Kontrollgene und insbesondere einen Kontrollgen-Satz mit den kennzeichnenden Merkmalen des Anspruchs 1 gelöst.

Die Aufgabe wird weiter durch einen von dem Kontrollgen-Satz gemäß Anspruch 1 abgeleitete Primer, insbesondere Primer-Satz gemäß Anspruch 2 sowie durch Sonden, insbesondere Sonden-Satz gemäß Anspruch 3, gelöst.

Verfahrenstechnisch wird die Aufgabe durch die kennzeichnenden Merkmale des Anspruchs 4 gelöst.

Die Erfindung beschreibt die Identifikation von neuen Kontrollgenen aus Blut, geeignete Mikroarray-Sonden und PCR-Primer und ihre Verwendung, auch in Kombination, zur Normalisierung von quantitativen Expressionsdaten aus Blut und Blutzellen in Microarrays, real-time PCR assays und anderen Systemen mit oder ohne Amplifikation und mit verschiedenen Visualisierungsmöglichkeiten zur Bestimmung sowie deren Anwendung zur Diagnose krankheitsbedingter Veränderungen bei lokalen Entzündungen unterschiedlicher Lokalisation und bei der systemischen Reaktion darauf wie SIRS, Sepsis, schwere Sepsis mit Organversagen.

Bei diesen Untersuchungen ist die Normalisierung von Genexpressionsanalysen von entscheidender Bedeutung. Für die Zwecke der vorliegenden Erfindung soll unter Normalisierung folgendes verstanden werden:
”Unter einer Normalisierung versteht man, die Messungen von verschiedenen Arrays bzw. PCR oder insbesondere RT-PCR Experimenten vergleichbar zu machen, indem man die technische Variabilität vermindert bzw. entfernt. Innerhalb dieser Experimente gibt es eine Vielzahl von Quellen, welche die Messungen verfälschen können. Mögliche technische Störquellen sind eine unterschiedliche Effizienz bei der reversen Transkription, dem Labelling oder den Hybridisierungsreaktionen sowie Probleme mit den Arrays, Chargeneffekte bei den Reagenzien oder laborspezifische Bedingungen.”

Das erfindungsgemäße Verfahren ist dadurch gekennzeichnet, dass man in einer Blutprobe eines Individuums die Aktivität von einem oder mehreren zu untersuchenden Genen durch Feststellung der Anwesenheit und der Menge des Genprodukts relativ zu den Mengen der Genprodukte der Kontrollgene zwischen SIRS und Sepsis unterscheiden kann.

Offenbart werden hierzu Kontrollgene und Gensequenzen aus Blut und Blutzellen sowie daraus abgeleitete Primer und Sonden, welche zur Bestimmung, Visualisierung und Normalisierung und Quantifizierung von Genaktivitäten und Transkripten verwendet werden können. Die Sequenzen der Oligonukleotidsonden in bevorzugter Ausführung sind in Tabelle 1 dargelegt und entsprechen der im beigefügten Sequenzprotokoll Seq-ID 1 bis Seq-ID 7, verwendete Primersequenzen in Tabelle 2 entsprechen der im beigefügten Sequenzprotokoll Seq-ID 8 bis Seq-ID 21. Dabei können die Sequenzen der Oligonukleotidsonden auch weitere Sequenzen, in bevorzugter Ausführung von einer Länge von 50–100 Nukleotide annehmen, welche spezifisch Transkripte der in Tabelle 3 dargelegten Gene mit Sequenzen Seq-ID 87, 89, 90, 91, 93, 95, 96 binden (SEQ ID NO: 22 bis 86, 88, 92, 94 und 97 sind nicht Teil der Erfindung), Die Länge der in Amplifikationsverfahren wie PCR verwendeten Sequenzen kann beliebig sein soweit sie die gewünschte enzymatische Manipulation und Amplifikation unterstützen. Tabelle 1: DNA-Oligonukleotidsonden

Gene SymbolSEQ-IDITGAL1SNAPC12CASP83C74PPARD5IL186F37
Tabelle 2: Forward und Reverse DNA-Primer.Gene SymbolForward Primer SEQ-IDReverse Primer SEQ-IDITGAL815SNAPC1916CASP81017C71118PPARD1219IL181320F31421
Tabelle 3: Kontrollgene (RNA-Sequenzen)GenBank Accession NummerSEQ-IDNM_02408122AA39836423N3454624AA65942125AA68247926AK02411827AA92331628BM30995229AI09365330AI13141531AI26352732AA28224233CR74027034BG19186135AI30125736AI31046437AW96402338AI35193339AA10054040AI36236841AI81713442AI38137743AI52096744AA25347045AI55930446AI56500247AI58738948AI60936749AI63527850AI70205651AI70791752AI73317653AI76905354AI79854555AI80142556AI80159557AI80987358AI86206359AI92325160AI92555661AI93255162AI93288463AI93379764AI93396765AI93587466H0626367H2292168H5442369N2255170N7351071R0610772R4251173R4308874NM_18170575R9245576R9317477T7799578T7981579T8394680T9590981T9877982AK12746283W8074484W8657585AJ29756086NM_00156287BU62924088NM_00122889NM_00199390NM_00220991NM_00239292NM_00058793NM_00437994BC00271595NM_00308296AA66468897

Die Primer in Tabelle 2 können verwendet werden, um Amplifikationsprodukte herzustellen, welche die gewünschte Region (Sequenz) der genannten Gene enthält.

In üblicher Ausführung ist das Produkt 150–200 Nukleotide lang.

Die Kontrollgene können einzeln oder in Kombination von mehreren verwendet werden. Üblicherweise kann die Aktivität von Kontrollgene wie hier beschrieben mit Hybridisierungssonden für Microarrays oder PCR Primern und real-time PCR bestimmt werden. Die Kontrollgene und ihre Expressionsprodukte können aber auch nach Amplifikation mit anderen dem Fachmann bekannten Methoden wie beispielsweise NASBA (Nucleic Acid Sequence-based Amplifcation) und in verschiedener Kombination ermittelt werden. Sie können auch mit einer Reihe weiterer Methoden oder Visualisierungsmöglichkeiten wie beispielsweise mit Hilfe monoklonaler Antikörper bestimmt werden. Primer und Sonden können für das Gen, das Expressionsprodukt (mRNA) oder Expressionszwischenprodukte, welche nicht komplett zu mRNA prozessiert werden, eingesetzt werden.

In weiteren Ausführungen binden die Primer und Sonden eine spezifische Region der hier offenbarten Kontrollgene oder ihrer Transkripte. Die Sonden und Primer können aber mit jeder Region der hier offenbarten Gensequenzen oder daraus transkribierten Sequenzen wechselwirken. Die Primer und Sonden können über fortlaufende Basenpaarung wechselwirken müssen aber nicht kontinuierlich mit der kompletten komplementären Sequenz wechselwirken. Die Pufferzusammensetzungen, Salzkonzentrationen, Waschschritte und Temperaturen können hier variabel gewählt werden.

Ebenso können diese Veränderungen der Kontrollgene und der Testgene mit den Expressionswerten (oder daraus ableiteten Daten wie z. B. Durchschnittswerten) einer oder mehrerer Referenzproben verglichen werden, welche nicht gleichzeitig mit der Zielprobe ermittelt werden.

Eine Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass man Expressionswerte unter Anwendung von Kontrollgenen der Tabelle 3 sowie Nukleinsäuren und Transkripte dieser Kontrollgene aus Blut und aus Blutzellen als Kontrollgene durch Vergleich der Expressionswerte mit einer oder mehreren Testnukleinsäuren und durch Quantifizierung in Bezug zur Testnukleinsäure ermittelt.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass Nukleinsäuren und DNA Sonden mit den Sequenzen nach Tabelle 1 und deren Bindung von RNA inklusive microRNA und von Transkripten (RNA oder mRNA) in Blut oder aus Blutzellen von Genen nach Tabelle 3 in Lösung oder immobilisiert auf Oberflächen oder Partikeln oder Beads und die Verwendung der gebundenen Transkripte dieser Gene zur Normalisierung durch Vergleich der gebundenen Mengen (Expressionswerte) der Nukleinsäuren mit einer oder mehreren an Sonden gebundenen Testnukleinsäuren und zur Quantifizierung in Bezug zur gebundenen Testnukleinsäure verwendet werden.

Eine Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass das Verfahren zur ex vivo, in vitro Unterscheidung zwischen SIRS und Sepsis (beides entsprechend [4]) basierend durch in-Bezug-setzen der RNA-Mengen aus Kontrollgen und Testgen, folgende Schritte erfasst:

  • a) Isolieren von Kontrollgen-RNA sowie Testgen-RNA aus einer Blutprobe
  • b) Markieren der Kontrollgen- und Testgen-RNA mit einem detektierbaren Marker und In-Kontakt-Bringen mit der DNA unter Hybridisierungsbedingungen, wobei die DNA ein Genfragment oder Oligonukleotid ist, welches spezifisch Transkripte, Amplifikationsprodukte oder in vitro Transkripte von Kontrollgenen bindet.
  • c) quantitatives Erfassen der Markierungssignale der Kontrollgen und Testgen-RNA entsprechend b) und
  • d) Vergleichen der quantitativen Daten der Markierungssignale, um eine Aussage zu treffen, ob ein spezifisches Gen oder Genfragment in Vergleich zu den Signalen der Kontrollgene stärker oder schwächer exprimiert sind.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass man die Kontrollgen-RNA vor dem Messen der Testgen-RNA mit der DNA hybridisiert und die Markierungssignale des Kontroll-RNA/DNA-Komplexes erfasst, ggf. weiter transformiert und gegebenenfalls in Form einer Kalibrierkurve oder -tabelle ablegt.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass RNA der Kontrollgene oder Teile davon über Sequenzierung oder teilweise Sequenzierung beispielsweise über Pyrosequenzierung identifiziert und quantifiziert werden.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass als Kontrollgen-RNA mRNA oder microRNA verwendet wird.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass die DNA zur spezifischen Bindung der Kontrollgen-RNA oder deren in vitro Transkripte an vorbestimmten Bereichen auf einem Träger in Form eines Microarrays angeordnet, insbesondere immobilisiert, wird.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei der biologischen Probe um die eines Menschen handelt.

Diese Sequenzen mit der Sequenz-ID: 1 bis zur Sequenz-ID: 97 sind dem angefügten 70-seitigen, 107 Sequenzen umfassenden, Sequenzprotokoll im Einzelnen offenbart, wobei SEQ ID NO: 22 bis 86, 88, 92, 94 und 97 nicht Teil der Erfindung sind.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass die immobilisierten oder freien Sonden mit Sequenzen entsprechend Tabelle 1 markiert werden. Für diese Ausführungsform finden selbstkomplementäre Oligonukleotide, so genannte Molecular beacons, als Sonden Verwendung. Sie tragen an ihren Enden ein Fluorophor/Quencher-Paar, so dass sie in Abwesenheit einer komplementären Sequenz in einer gefalteten Haarnadelstruktur vorliegen und erst mit einer entsprechenden Probensequenz ein Fluoreszenzsignal liefern. Die Haarnadelstruktur der Molecular Beacons ist so lange stabil, bis die Probe an der spezifischen Fängersequenz hybridisiert, was zu einer Konformationsänderung und damit auch Freisetzung der Reporterfluoreszenz führt.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass wenigstens 1 bis 14 Nukleinsäuresonden oder deren Komplementäre zur Bindung der Transkripte oder deren Komplementäre der Kontrollgene verwendet werden.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass die synthetischen Analoga der Kontrollgene bzw. die synthetischen Oligonukleotide welche die Transkripte der Kontrollgene binden insbesondere ca. 60 Basenpaare umfassen.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass die als DNA von in den Ansprüchen aufgelisteten Gene ersetzt werden durch von deren RNA abgeleiteten Sequenzen, synthetische Analoga, Aptamere sowie Peptidonukleinsäuren.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass als detektierbarer Marker ein radioaktiver Marker, insbesondere 32P, 14C, 125I, 33P oder 3H verwendet wird.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass als detektierbarer Marker ein nicht radioaktiver Marker, insbesondere ein Farb- oder Fluoreszenzmarker, ein Enzymmarker oder Immunmarker, und/oder quantum dots oder ein elektrisch messbares Signal, insbesondere Potential- und/oder Leitfähigkeits- und/oder Kapazitätsänderung bei Hybridisierungen, verwendet wird.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass die Proben-RNA und Kontrollgen-RNA und/oder enzymatische oder chemische Derivate dieselbe Markierung tragen.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass die Testgen-RNA und Kontrollgen-RNA und/oder enzymatische oder chemische Derivate unterschiedliche Markierungen tragen.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass die DNA-Sonden auf Glas oder Kunststoff, immobilisiert werden.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass die einzelnen DNA-Moleküle über eine kovalente Bindung an das Trägermaterial immobilisiert werden.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung ist dadurch gekennzeichnet, dass die einzelnen DNA Moleküle mittels elektrostatischer- und/oder Dipol-Dipol- und/oder hydrophober Wechselwirkungen und/oder Wasserstoffbrücken an das Trägermaterial immobilisiert werden.

Eine weitere Ausführungsform der Erfindung besteht in der Verwendung von rekombinant oder synthetisch hergestellten, spezifischen Kontrollgen-Nukleinsäuresequenzen, Partialsequenzen einzeln oder in Teilmengen als Kalibrator in Sepsis-Assays und/oder zur Bewertung der Wirkung und Toxizität beim Wirkstoffscreening und/oder zur Herstellung von Therapeutika und von Stoffen und Stoffgemischen, die als Therapeutikum vorgesehen sind, zur Vorbeugung und Behandlung von SIRS und Sepsis.

Es ist dem Fachmann klar, dass die in den Ansprüchen dargelegten einzelnen Merkmale der Erfindung ohne Einschränkung beliebig miteinander kombinierbar sind.

Als Kontrollgene im Sinne der Erfindung werden alle abgeleiteten DNA-Sequenzen, Partialsequenzen und synthetischen Analoga (beispielsweise Peptidonukleinsäuren, PNA) verstanden. Die auf Bestimmung der Genexpression auf RNA-Ebene bezogene Beschreibung der Erfindung stellt keine Einschränkung sondern nur eine beispielhafte Anwendung dar.

Eine Anwendung des erfindungsgemäßen Verfahrens liegt in der Normalisierung Von Messdaten der differentiellen Genexpression aus Vollblut, beispielsweise zur Unterscheidung zwischen SIRS und Sepsis und deren Schweregrade (beides entsprechend [4]). Hierzu wird die RNA der Kontrollgene aus dem Vollblut von entsprechenden Patienten und eine Kontrollprobe eines gesunden Probanden oder nicht-infektiösen Patienten isoliert. Die RNA wird anschließend markiert, beispielsweise radioaktiv mit 32P oder mit Farbstoffmolekülen (Fluoreszenz). Als Markierungsmoleküle können alle im Stand der Technik zu diesem Zwecke bekannten Moleküle und/oder Detektionssignale eingesetzt werden. Entsprechende Moleküle und/oder Verfahren sind dem Fachmann ebenfalls bekannt.

Die so markierte RNA wird anschließend mit auf einem Microarray immobilisierten DNA-Molekülen hybridisiert. Die auf dem Microarray immobilisierten DNA-Moleküle stellen eine spezifische Auswahl der Gene gemäß der vorliegenden Erfindung zur Normalisierung von Genexpressionsdaten bei der Unterscheidung von SIRS und Sepsis dar.

Die Intensitätssignale der hybridisierten Moleküle werden im Anschluss durch geeignete Messgeräte (Phosporimager, Microarray-Scanner) gemessen und durch weitere softwaregestützte Auswertungen analysiert. Aus den gemessenen Signalintensitäten werden die Expressionsverhältnisse zwischen den Testgenen der Patientenprobe und den Kontrollgenen bestimmt. Aus den Expressionsverhältnissen der unter- und/oder überregulierten Gene lassen sich, wie in den nachstehend dargestellten Experimenten, Rückschlüsse auf die Unterscheidung SIRS und Sepsis ziehen.

Eine weitere Anwendung der über Microarrayanalyse mit nachfolgender Quantifizierung ermittelten Genaktivitäten zur Normalisierung von Genexpressionsdaten besteht in der Anwendung zur Unterscheidung von SIRS und Sepsis für die elektronischen Weiterverarbeitung zum Zweck der Herstellung von Software für Diagnosezwecke (z. B. für die Ermittlung der Lokalisation einer Entzündung und zur Einschätzung der Krankheitsschwere einer individuellen Immunantwort insbesondere bei Infektionen, auch im Rahmen von Patientendatenmanagementsystemen oder Expertensystemen) oder zur Modellierung zellulärer Signalübertragungswegen.

Für die Durchführung der Auswertung der Mikroarrays für die Zwecke der vorliegenden Patentanmeldung gilt folgendes:

Mikroarray-Experimentbeschreibung

  • (Nach der Minimum Information About a Microarray Experiment [MIAME] Checkliste – Neuauflage Januar 2005, basierend auf Brazma A et al., Minimum information about a microarray experiment (MIAME)-toward standards for microarray data, Nature Genetics 29, 365–371 (2001) [17), auf welches hiermit vollinhaltlich Bezug genommen wird)

Einlesen der Slides/technische Spezifikationen des Scanners

a)Scanner:
Scanner
GenePix 4000E konfokaler Auflichtfluoreszenz-(Axon Instruments)
b) Software zum Scannen: GenPix Pro 4.0c) Scan-Parameter: Laser-Power: Cy3 Kanal – 100%
Cy5 Kanal – 100%
PMT-Spannung: Cy3 Kanal – 700 V
Cy5 Kanal – 800 V
  • d) räumliche Auflösung (pixel space) – 10 μm.

Auslesen und Prozessieren der Daten

Im Rahmen der Experimente wurden über 1000 Blutproben von Patienten hybridisiert. Jedes RNA-Paar (Patient gegen Vergleichs-RNA) wurde auf einem Mikroarray cohybridisiert. Dabei wurde die Patienten-RNA mit einem rot fluoreszierenden und die Vergleichs-RNA mit einem grün fluoreszierenden Farbstoff markiert. Die digitalisierten Bilder des hybridisierten Arrays wurden mit der GenePix Pro 4.0 bzw. 5.0 Software von Axon Instruments ausgewertet. Zur Spot-Detektion, Signalquantifizierung und Bewertung der Spot-Qualität wurde die GenePixTM Analysis Software verwendet. Die Spots wurden entsprechend der Einstellungen in der GenePixTM Software mit 100 = „good”, 0 = ”found”, –50 = ”not found”, –75 = ”absent”, –100 = ”bad” markiert. Die Rohdaten werden in einer entsprechenden *.gpr-Datei abgelegt.

Normalisierung, Transformation und Datenauswahlverfahren

  • e) Transformation und Normalisierung der Signaldaten

Zur Normalisierung und varianzstabilisierten Transformation der Rohdaten wurde das Verfahren von Huber et al. [5] angewendet, bei der die additiven und multiplikativen Fehler Block für Block geschätzt werden. Dazu werden etwa 75% aller Spots herangezogen. Die Signale werden anschließend mit der Funktion arsinh transformiert. (so entspricht das transformierte Verhältnis von ±0.4 etwa einer 1.5-fachen Veränderung (für große Zahlen ist arsinh (x) nahezu identisch mit dem Ln (2×)}.

Rocke DM, Durbin B, A model for measurement error for gene expression arrays., J Comput Biol. 2001; 8(6)557-69 [18] haben ein Modell zur Abschätzung des Messfehlers in Genexpressionsarrays als Funktion des Expressionsniveaus entwickelt, auf dieses hiermit vollinhaltlich Bezug genommen wird. Dieses Fehlermodell gestattet zusammen mit weiteren Analyseverfahren, Datentransformationen und Gewichtungen bereits einen genaueren Vergleich der Genexpressionsdaten und liefert Richtlinien für Hintergrundanalyse, Bestimmung von Vertrauensintervallen und Aufbereitung der Analysedaten für deren multivariate Weiterverarbeitung bzw. Analyse.

Aufgrund des oben erwähnten Fehlermodells von Rocke und Durbin [18] haben Huber W, Heydebreck A, und Sueltmann H, Variance stabilization applied to microarray data calibration and to the quantification of differential expression., Bioinformatics. 2002; 18 Suppl 1:S96-104 [19], ein statistisches Modell für Mikroarray-Genexpressionsdaten entwickelt, auf welches hiermit vollinhaltlich Bezug genommen wird. Das Modell umfasst eine Datenkalibrierung, die Quantifizierung unterschiedlicher Expressionsniveaus sowie die Quantifizierung des Messfehlers. Huber et al. [19] haben hierzu eine Datentransformation für Signalintensitätsmessungen und eine Differenzstatistik hergeleitet, welche unter Verwendung der Areafunktion arsinh zu einer Varianzstabilisierung und Normalisierung eines Signaldatensatzes über dessen gesamten Intensitätsbereich führt. Dieses Verfahren wurde insbesondere anhand von Mikroarray-Genexpressionsdaten gezeigt, ist jedoch im Rahmen der vorliegenden Erfindung auch auf andere Verfahren zur Messung der Genexpression übertragbar.

Somit wird durch die genannte Transformation mittels der Areafunktion die häufig bei der Auswertung von Signalen beobachtete Abhängigkeit der Varianz von der Signalintensität ausgeglichen.

  • f) Filtern

Die technischen Replikate (mehrfache Spots derselben Probe) auf dem Mikroarray werden aus den korrigierten und transformierten Signalintensitäten abhängig von ihrer Spot-Qualität herausgefiltert. Für jeden Spot werden die Replikate mit der höchsten Kennzeichnung ausgewählt und die zugehörige Signalintensität gemittelt. Die Expression von Spots mit ausschließlich nicht messbaren Replikaten werden mit „NA” (not available) gekennzeichnet. Eine weitere Anwendung des erfindungsgemäßen Verfahrens besteht in der Messung der differentiellen Genexpression für die therapiebegleitende Bestimmung der Wahrscheinlichkeit, dass Patienten auf die geplante Therapie ansprechen werden, und/oder für die Bestimmung des Ansprechens auf eine spezialisierte Therapie und/oder auf die Festlegung des Therapieendes im Sinne eines „drug monitoring” bei Patienten mit SIRS und Sepsis und deren Schweregrade. Hierzu wird aus den in zeitlichen Abständen gesammelten Blutproben des Patienten die RNA (Test-RNA und Kontroll-RNA) isoliert. Die verschiedenen RNA-Proben werden zusammen markiert und mit ausgewählten Testgenen sowie Kontrollgenen welche auf einem Microarray immobilisiert sind, hybridisiert. Aus den Expressionsverhältnissen zwischen einzelnen oder mehreren Kontrollgenen und Testgenen wie z. B. TNF alpha lässt sich somit beurteilen, welche Wahrscheinlichkeit besteht, dass Patienten auf die geplante Therapie ansprechen werden und/oder ob die begonnene Therapie wirksam ist und/oder wie lange die Patienten noch entsprechend therapiert werden müssen und/oder ob der maximale Therapieeffekt mit der verwendeten Dosis und Dauer schon erreicht worden ist.

Eine weitere Anwendung des erfindungsgemäßen Verfahrens besteht in der Verwendung der RNA der erfindungsgemäßen Gene zur Gewinnung von quantitativen Informationen durch Hybridisierungs-unabhängige Verfahren, insbesondere enzymatische oder chemische Hydrolyse, Surface Plasmon Resonanz-Verfahren (SPR-Verfahren), anschließende Quantifizierung der Nukleinsäuren und/oder von Derivaten und/oder Fragmenten derselben

Die mittels PCR (auch weitere Amplifikationsverfahren wie beispielsweise NASBA) amplifizierten und quantifizierten Transkripte von Kontrollgenen stellen eine weitere Ausführungsform gemäß der vorliegenden Erfindung zur Normalisierung von Genexpressionsdaten bei der Unterscheidung von SIRS und Sepsis und deren Schweregrade dar. Die Intensitätssignale der amplifizierten Transkripte werden im Anschluss durch geeignete Messgeräte (PCR-Fluoreszenzdetektor) gemessen und durch weitere softwaregestützte Auswertungen analysiert. Aus den gemessenen Signalintensitäten werden die Expressionsverhältnisse zwischen den Testgenen der Patientenprobe und den Kontrollgenen bestimmt. Aus den Expressionsverhältnissen der unter- und/oder überregulierten Gene lassen sich, wie in den nachstehend dargestellten Experimenten, Rückschlüsse auf die Unterscheidung SIRS und Sepsis und deren Schweregrade ziehen.

Eine weitere Anwendung des erfindungsgemäßen Verfahrens besteht in der Verwendung der über PCR oder andere Amplifikationsverfahren mit nachfolgender Quantifizierung ermittelten Genaktivitäten zur Normalisierung von Genexpressionsdaten zur Unterscheidung von SIRS und Sepsis und deren Schweregrade für die elektronischen Weiterverarbeitung zum Zweck der Herstellung von Software für Diagnosezwecke (z. B. für die Ermittlung des Focus einer Entzündung und zur Einschätzung der Schwere einer individuellen Immunantwort insbesondere bei bakterieller Infektion, auch im Rahmen von Patientendatenmanagementsystemen oder Expertensystemen) oder zur Modellierung zellulärer Signalübertragungswegen.

In ihrer breitesten und allgemeinsten Fassung betrifft die vorliegende Erfindung folgende Ausführungsformen:

  • A) Wenigstens ein Kontrollgen zur Normalisierung von Genexpressionsanalysedaten aus Blutproben eines Patienten mit Erkrankungen mit systemischer Immunreaktion, insbesondere SIRS, Sepsis, schwere Sepis, septischer Schock oder Multiorganversagen, Trauma, entzündlichen Erkrankungen, lokalen Infektionen, sowie eines post-operativen Patienten, wobei der Kontrollgensatz folgende RNA-Sequenzen umfasst: SEQ-ID 87, SEQ-ID 89, SEQ-ID 90, SEQ-ID 91, SEQ-ID 93, SEQ-ID 95 und SEQ-ID 96.
  • B) Wenigstens einen Primer, abgeleitet aus den Kontrollgenen gemäß A) zur Normalisierung von auf Nukleinsäureamplifikation basierenden Genexpressionsanalysedaten, aus Blutproben eines Patienten, wobei der Primer ausgewählt ist aus folgenden DNA-Sequenzen: SEQ-ID 8 bis SEQ-ID 21.
  • C) Wenigstens eine Sonde, abgeleitet aus den Kontrollgenen gemäß B) zur Normalisierung von Genexpressionsanalysedaten aus Blutproben eines Patienten, wobei der Sondensatz folgende DNA-Sequenzen umfasst: Seq-ID 1 bis Seq-ID 7 sowie deren komplementäre Nukleinsäuresequenzen.
  • D) Ein Verfahren zur Normalisierung von Genexpressionsanalysedaten mit wenigstens einer Kontrollnukleinsäure, ausgewählt aus den Kontrollgenen gemäß A) oder einem Primer-Satz gemäß B) oder einem Sonden-Satz gemäß C), wobei
    a) wenigstens ein Genexpressionsanalyse-Assay an Blutproben eines Patienten in vitro durchgeführt wird, wobei das Genexpressions-Assay ausgewählt wird aus: i) Isolation von Nukleinsäuren aus einer Blutprobe; ii) ggf. einer Co-Amplifikation eines Kontrollnukleinsäuresatzes sowie den zu testenden Nukleinsäuren; und iii) Sondenhybridisierung;
    b) als Basis für die Normalisierung der Genexpressionsanalysedaten der zu untersuchenden Proben wenigstens die Kontrollnukleinsäure im selben Assay mit untersucht wird;
    c) Signale aus den Genexpressionsanalysen erfasst werden, welche das Ausmaß der Genexpression einer Mehrzahl von Genen sowie der wenigstens einen Kontrollnukleinsäure wiedergeben;
    d) die in Schritt c) erhaltenen Signaldaten einer mathematischen Transformation unterzogen werden, um die technische Variabilität der Signaldaten wenigstens abzuschwächen, wobei die mathematische Transformation der Signaldaten mittels des arsinh oder mittels eines logarithmischen Ansatzes durchgeführt wird; und somit
    e) die Signaldaten der zu untersuchenden Proben zu normalisieren.
  • E) Bevorzugte Ausführungsformen des Verfahrens gemäß D) sind:
    Ein Verfahren nach D), wobei
    die Nukleinsäuren mRNA oder microRNA umfassen;
    und/oder
    die Nukleinsäuren mittels PCR, real time-PCR, NASBA, TMA oder SDA amplifiziert werden;
    und/oder
    die Expressionswerte der Kontroll- und Testnukleinsäuren mittels Hybridisierungsverfahren ermittelt werden;
    und/oder
    die Messung der Expressionswerte der Kontroll- und/oder Testnukleinsäuren in Lösung oder an Nukleinsäuren, die an einem Träger immobilisiert sind, erfolgt;
    und/oder
    der Träger ein Microarray, Partikel, Bead, Glas, Metall oder Membran ist;
    und/oder
    die Kontroll- und/oder Test-Nukleinsäuren indirekt über andere Bindungspartner wie Antikörper, Antigene, Oligonukleotide, Molecular beacons oder Enzyme an den Träger gekoppelt sind;
    und/oder
    die in vitro aus einer Patientenprobe ermittelten Expressionswerte der Kontroll- und Testnukleinsäuren als Inputparameter für die Herstellung von Software für die Beschreibung der individuellen Prognose eines Patienten, für Diagnosezwecke, für Therapieentscheidungen und/oder Patientendatenmangementsysteme, eingesetzt werden.
  • F) Eine Verwendung wenigstens einer Kontrollnukleinsäure, ausgewählt aus den Kontrollgenen gemäß A) oder einem Primer gemäß B) oder einer Sonde gemäß C), zur Normalisierung eines Genexpressionsanalyse-Verfahrens zur Diagnose von Erkrankungen mit systemischer Immunreaktion.
  • G) Bevorzugte Ausführungsformen der Verwendung gemäß F) sind:
    Eine Verwendung nach F), wobei die Erkrankungen ausgewählt sind aus: Sepsis, schwerer Sepsis, septischem Schock oder Multiorganversagen;
    und/oder
    in einem Verfahren zur in vitro Diagnose von SIRS, Sepsis, schwerer Sepsis, septischem Schock oder Multiorganversagen in einem Individuum unter Verwendung von Kontrollnukleinsäuresätzen und Testnukleinsäuren, deren Expression spezifisch für SIRS oder Sepsis sind, die folgenden Schritte umfassend:
    a) gleichzeitige Isolation der Kontroll- und Testnukleinsäuren aus einer Probe des Individuums,
    b) ggf. Amplifikation der Kontroll- und Testnukleinsäuren,
    c) Bestimmung der Expressionswerte der Kontroll- und Testnukleinsäuren
    d) eine Normalisierung der Genexpression der Testnukleinsäuren basierend auf den Expressionswerten der Kontrollnukleinsäuren
    e) Bestimmung ob die normalisierten Expressionswerte der Testnukleinsäure einen spezifischen Wert für SIRS, Sepsis, schwerer Sepsis, septischem Schock oder Multiorganversagen erreicht haben.

Grundsätzlich gilt für Datentransformation/Normalisierung im Rahmen der vorliegenden Erfindung auch Folgendes:

1. Variante: (wird bei PCR-Experimenten oder auch bei kleinen diagnostischen Arrays als Normalisierung vorgeschlagen)

Die Signale der Kontrollgene werden aggregiert und anschließend das Verhältnis der Signale der Testgene zum aggregierten Signal der Kontrollgene berechnet. Im Fall von logarithmierten Signalen besteht das Verhältnis dann aus der Differenz.

2. Variante: (z. B. Huber et al. [19] bei „whole genome”-Ansätzen bzw. großen Arrays)

Die Signale der Kontrollgene werden verwendet, um die Parameter einer geeigneten Transformation oder die Transformation selbst zu schätzen.

Anschließend wird diese Transformation auf die Testgene angewendet

Weitere Vorteile und Merkmale der vorliegenden Erfindung ergeben sich aufgrund der Beschreibung von Ausführungsbeispielen.

Ausführungsbeispiel 1

Identifizierung von Kontrollgenen aus Blut und aus Blutzellen

Messung der Genexpression:

Es wurde die Genexpression von 372 Intensivstations-Patienten (ITS-Patienten) gemessen. Alle Patienten wurden intensivmedizinisch behandelt. Es wurden dabei pro Patient maximal sieben ITS-Tage berücksichtigt. Bei Patienten mit mehr als sieben ITS-Tagen wurden sieben Tage zufällig ausgewählt. Insgesamt gingen die Daten von 1261 Microarray-Experimenten in die Analysen ein.

Ausgewählte Charakteristika der Patienten sind in den Tabellen 4 und 5 dargestellt. Es werden Angaben zum Alter, Geschlecht, und ACCP/SCCM Kategorien gemacht. Als Referenzproben dienten die Gesamt-RNA aus Zelllinien SIG-M5. Alle Patientenproben wurden mit der Referenzprobe jeweils auf einem Microarray ko-hybridisiert. Tabelle 4: Allgemeine Daten der Patienten

Anzahl Patienten (Mikroarrays)372 (1261)Sterblichkeit94 (25,3%)Geschlecht [W/M]113/259Alter in Jahren68 (15)APACHE-II16 (9)SAPS-II32 (15)SOFA8 (4)Liegedauer in Tagen8 (22)
Angegeben sind jeweils Median und in Klammern der Interquartilsabstand (IQR) Tabelle 5: Operationsbedingte Indikationen zur IST-Aufnahme (Mehrfachnennungen möglich)IndikationAnzahl PatientenHerzkranzgefäße153Herzklappen65Gastrointestinal34Thorax17Polytrauma13Herzperipheriegefäße8Urogenital8Neurochirurgie6

Experimentelle Beschreibung:Blutabnahme und RNA-Isolation

Das Vollblut der Patienten wurde auf der Intensivstation von den Patienten mittels des PAXGene Kits gemäß den Vorgaben des Herstellers (Qiagen) abgenommen.

Nach Abnahme des Vollblutes wurde die Gesamt-RNA der Proben unter Anwendung des PAXGene Blood RNA Kit gemäß den Vorgaben des Herstellers (Qiagen) isoliert.

Zellkultivierung

Für die Zellkultivierung (Kontrollproben) wurden 19 Kryozellkulturen (SIGM5) (eingefroren in flüssigem Stickstoff) genutzt. Die Zellen wurden jeweils mit 2 ml Iscove's Medium (Biochrom AG) beimpft ergänzt mit 20% fetalen Kälber Serum (FCS). Die Zellkulturen wurden anschliessend für 24 Stunden bei 37°C unter 5% CO2 in 12-well Platten inkubiert. Danach wurde der Inhalt von 18 Wells in 2 Teile mit jeweils dem gleichen Volumen geteilt, sodass schliesslich 3 Platten des gleichen Formats (insgesamt 36 Wells) zur Verfügung standen. Die Kultivierung wurde anschliessend für 24 Stunden unter den gleichen Bedingungen fortgeführt. Im Anschluss daran wurden die resultierenden Kulturen von 11 Wells jeder Platte vereint und zentrifugiert (1000 × g, 5 min, Raumtemperatur). Der Überstand wurde verworfen und das Zellpellet in 40 ml des o. g. Mediums gelöst. Diese 40 ml gelöste Zellen wurden in zwei 250 ml Kolben zu gleichen Teilen aufgeteilt und nach 48 Stunden Inkubation und Zugabe von 5 ml des o. g. Mediums wiederum inkubiert. Von den restlichen 2 ml der zwei verbleibendenden Platten wurden 80 μl in leere Wells der gleichen Platten gegeben, welche bereits vorher mit 1 ml des o. g. Mediums präpariert waren. Nach 48 Stunden Inkubation wurde nur eine der 12 Well-Platten wie folgt prozessiert: Aus jedem Well wurden 500 μl entnommen und vereint. Die daraus resultierenden 6 ml wurden in einen 250 ml Kolben gegeben, welcher ca. 10 ml frisches Medium enthielt. Dieses Gemisch wurde mit 1000 × g 5 Minuten bei Raumtemperatur zentrifugiert und in 10 ml des o. g. Mediums gelöst. Die anschliessende Zellzählung ergab folgendes Ergebnis: 1,5 × 107 Zeilen pro ml, 10 ml Gesamtvolumen, Gesamtzahl der Zellen: 1,5 × 108. Da die Zellzahl noch nicht ausreichend war, wurden 2,5 ml des o. g. Zellsuspension in 30 ml des o. g. Mediums in einen 250 ml (75 cm2) Kolben gegeben (insgesamt 4 Kolben). Nach 72 Sunden Inkubationszeit wurden jeweils 20 ml frischen Mediums in die Kolben gegeben. Nach folgender 24-stündiger Inkubation erfolgte die Zellzählung wie oben beschrieben, die eine Gesamtzellzahl von 3,8 × 108 Zellen ergab. Um die gewünschte Zellzahl von 2 × 106 Zellen zu errreichen wurden die Zellen in 47,5 ml des o. g. Mediums in 4 Kolben resuspendiert. Nach einer Inkubationszeit von 24 Stunden wurden die Zellen zentrifugiert und zweimal mit Phosphatpuffer ohne Ca2+ und Mg2+ (Biochrom AG) gewaschen.

Die Isolation der totalen RNA erfolgt mittels des NucleoSpin RNA L Kits (Machery&Nagel) entsprechend den Angaben des Herstellers. Die oben beschriebene Prozedur wurde wiederholt bis die erforderliche Zellzahl erreicht wurde. Dies war erforderlich, um die erforderliche Menge von 6 mg Gesamt-RNA zu erreichen, was etwa einer Effizienz von 600 μg RNA pro 108 Zellen entspricht.

Reverse Transkription/Markierung/Hybridisierung

Nach Abnahme des Vollblutes wurde die Gesamt-RNA der Proben unter Verwendung des PAXGene Blood RNA Kits (PreAnalytiX) gemäss den Vorgaben des Herstellers isoliert und auf ihre Qualität geprüft. Von jeder Probe wurden 10 μg Gesamt-RNA aliquotiert und zusammen mit 10 μg total RNA aus SIGM5-Zellen als Referenz-RNA zu komplementärer DNA (cDNA) mit der reversen Transkriptase Superscript II (Invitrogen) umgeschrieben und die RNA anschließend durch alkalische Hydrolyse aus dem Ansatz entfernt. Im Reaktionsansatz wurde ein Teil des dTTP durch Aminoallyl-dUTP (AA-dUTP) ersetzt, um später die Kopplung des Fluoreszenzfarbstoffes an die cDNA zu ermöglichen.

Nach der Aufreinigung des Reaktionsansatzes wurden die cDNA der Proben und Kontrollen mit den Fluoreszenzfarbstoffen Alexa 647 und Alexa 555 kovalent markiert und auf einem Microarray der Firma SIRS-Lab hybridisiert. Auf dem verwendeten Microarray befinden sich 5308 immobilisierte Polynukleotide mit einer Länge von 55–70 Basenpaaren, die jeweils ein humanes Gen repräsentieren und Kontrollspots zur Qualitätssicherung. Ein Microarray unterteilt sich in 28 Subarrays mit einem Raster von 15 × 15 Spots.

Die Hybridisierung und das anschliessende Waschen bzw. Trocknen wurde in der Hybridisierungsstation HS 400 (Tecan) nach Angaben des Herstellers über 10,5 Stunden bei 42°C durchgeführt. Die verwendete Hybridisierungslösung besteht aus den jeweiligen markierten cDNA-Proben, 3,5 × SSC (1 × SSC enthält 150 mM Natriumchlorid und 15 mM Natriumcitrat), 0,3% Natriumdodecylsulfat (VN) 25% Formamid (VN) und je 0,8 μg μl-1 cot-1 DNA, Hefe t-RNA und poly-A RNA. Das anschliessende Waschen der Mikroarrays wurde mit nachfolgendem Programm bei Raumtemperatur in durchgeführt: je 90 Sekunden spülen mit Waschpuffer 1 (2 × SSC, 0,03% Natriumdodecylsulfat), mit Waschpuffer 2 (1 × SSC) und abschließend mit Waschpuffer 3 (0,2 × SSC). Danach wurden die Mikroarrays unter einem Stickstoffstrom mit einem Druck von 2,5 bar bei 30°C über 150 Sekunden getrocknet.

Nach der Hybridisierung wurden die Hybridisierungssignale der Microarrays mit einem GenePix 4000B Scanner (Axon) ausgelesen und die Expressionsverhältnisse der differenziert exprimierten Gene mit der Software GenePix Pro 4.0 (Axon) bestimmt.

Auswertung:

Für die Auswertung wurde die mittlere Intensität eines Spots als der Medianwert der zugehörigen Spotpixel bestimmt.

Vorauswahl von Genproben:

Für eine erste Vorauswahl der Gensonden erfolgte die Korrektur systematischer Fehler nach dem Ansatz von Huber et al. [5]. Dabei wurden der additive und der multiplikative Bias innerhalb eines Microarrays aus 75% der vorhandenen Genproben geschätzt.

Es wurden anschliessend die normalisierten und transformierten Verhältnisse der Signale der Patientenproben gegen die allgemeine Kontrolle berechnet. D. h. für das j-te Gen des k-ten Arrays ergab die Berechnung den Wert Gl, k = arsinh(Scy5(j, k)) – arsinh(Scy3(j, k))wobei [Scy3(j, k), Scy5(j, k)] das zugehörige Fluoreszenzignalpaar bezeichnet. Für alle Gensonden wurde anschließend der Median der absoluten Abweichungen vom Median (MAD), d. h. MAD(Gj, 1, ..., Gj, 261), berechnet und die 10% Gensonden mit dem kleinsten MAD ausgewählt. Als zweites Kriterium für die Vorauswahl wurde die mittlere Signalintensität arsinh(Scy5(j, k)) + arsinh(Scy3(j, k)) herangezogen. Es wurden in den weiteren Analysen nur Gensonden berücksichtigt, deren Median der mittleren Signalintensität im sogenannten dynamischen Signalbereich, vorzugsweise zwischen 6 und 8 (auf der logarithmischen Skala) lag.

Auswahl der Kontrollgene:

Es wurden für die vorausgewählten Gensonden relative Quantitäten berechnet, indem der höchste Expressionswert auf 1 gesetzt wurde. Anschließend wurde das Genstabilitätsmaß M von Vandesompele et al. [6] berechnet. Mittels der ebenfalls in Vandesompele et al. beschriebenen schrittweisen Prozedur, bei der in jedem Schritt das Gen mit der geringsten Stabilität entfernt wird, wurden die Gensonden nach ihrer Stabilität angeordnet. Als oberen Schwellenwert für die Auswahl der Gensonden wurde der (gerundete) Wert 0.6 für den Mittelwert des Stabilitätsmaßes M zugrunde gelegt (Tabelle 6).

Die mathematische Definition für das Genstabilitätsmaß M lautet gemäß Vandesompele et al.:
Für jede Kombination zweier interner Kontrollgene j und k, ist ein Array Ajk von m Elementen gegeben, welches aus den log2-transformierten Expressionsverhältnissen aij/aik (Gleichung 1) besteht. Die paarweise Variation Vjk für die Kontrollgene j and k wird ferner als Standardabweichung der Elemente Ajk definiert (Gleichung 2), wobei SD die Standardabweichung ist. Das Genstabilitätsmaß M für das Kontrollgen j ist dann das arithmetische Mittel sämtlicher paarweisen Variationen Vjk (Gleichung 3):
(Für alle j, k gilt ∈ [1, n] und j ≠ k):

Es wurde ein Cluster an 76 spezifischen Sequenzen mit unveränderter Genaktivität entsprechend den SEQ-ID No. 22 bis SEQ-ID No. 97 ermittelt, die Bestandteil des angefügten Sequenzprotokolls sind. Tabelle 6: Ermittelte Kontrollgene (RNA-Basis) und deren Stabilitätswerte

Seq-IDGenBank Accession NummerMAD der SignalratiosMedian der mittleren IntensitätenStabilität M22NM_0240810,2007,1900,36823AA3983640,1796,7300,38524N345460,1716,2650,40125AA6594210,2127,1270,38026AA6824790,2186,2090,37327AK0241180,1726,6010,45728AA9233160,1976,8910,37429BM3099520,2057,5330,41730AI0936530,1567,1200,35531AI1314150,1566,8810,41332AI2635270,1736,6140,37933AA2822420,1816,7580,38134CR7402700,1916,3600,34635BG1918610,1916,2920,37736AI3012570,2446,0390,40137AI3104640,2026,2290,42338AW9640230,2046,7760,38039AI3519330,1716,4780,41440AA1005400,1967,1800,36541AI3623680,1996,9670,39742AI8171340,1676,5920,36243AI3813770,1936,1790,40144AI5209670,1886,5340,38645AA2534700,1827,0020,36546AI5593040,1957,4080,36947AI5650020,1827,1490,38148AI5873890,1977,0060,35549AI6093670,2066,6480,35450AI6352780,2006,6290,42751AI7020560,2086,3700,39152AI7079170,1776,3920,41453AI7331760,2096,2110,41154AI7690530,2107,5700,38355AI7985450,1677,2890,39456AI8014250,1746,7800,40657AI8015950,1887,0610,40958AI8098730,2007,2070,41359AI8620630,1737,0010,34760AI9232510,1977,0850,35961AI9255560,1786,9240,32962AI9325510,1777,1910,41563AI9328840,1827,4300,40964AI9337970,2046,8340,42365AI9339670,1937,0070,44366AI9358740,2037,1660,38867H062630,1697,1400,33768H229210,2416,4450,40869H544230,1757,0460,38570N225510,2056,8300,38771N735100,1817,0840,38872R061070,1647,0670,35273R425110,2126,1100,37174R430880,2156,0670,39875NM_1817050,2086,8210,38376R924550,2036,6290,41077R931740,2117,1640,35878T779950,2017,2510,42379T798150,1977,2700,41780T839460,1967,3880,36381T959090,1777,1090,41482T987790,1866,9640,41683AK1274620,1986,7840,36784W807440,1946,9950,36485W865750,2366,7610,43886AJ2975600,1757,0630,38087NM_0015620,1927,0210,51688BU6292400,2146,6960,40189NM_0012280,2356,2860,42390NM_0019930,1926,8740,45191NM_0022090,2017,6760,42592NM_0023920,1976,9690,43193NM_0005870,1996,8480,33494NM_0043790,2227,1350,41595BC0027150,1826,6850,50296NM_0030820,2146,3270,46997AA6646880,1926,6100,396

Ausführungsbeispiel 2

Stabilitätsuntersuchung der Kontrollgene anhand von Genexpressionsuntersuchungen von Patienten mit und ohne Sepsis.

Wir zeigen in diesem Ausführungsbeispiel, dass die im ersten Ausführungsbeispiel ermittelten Kontrollgene auch bei intensivmedizinisch behandelten Patienten mit und ohne Sepsis stabil sind. Wir betrachteten hierzu Microarray-Daten von 118 Patienten.

Insgesamt wurden 394 Patiententage (Microarrays) analysiert, wobei maximal sieben Tage pro Patient berücksichtigt wurden. Tabelle 7: Allgemeine Daten der Patienten

Anzahl Patienten (Microarrays)118 (394)Sterblichkeit31 (26,3%)Geschlecht [W/M]41/77Alter in Jahren [Median (IQR)]68,5 (14,8)
Tabelle 8: Einteilung der Patiententage nach ACCP/SCCM Kategorie sowie weitere diagnostische ParameterITS Patienten*SIRSSepsisSchwere SepsisSeptischer SchockAnzahl Tage33158249089SOFA Score7 (3)7 (4)6 (3,25)8 (4)10 (3)Anzahl ODFs2 (2)2 (1)1,5 (1)3 (2)3 (2)PCT [ng/ml]1,6 (3,8)1,8 (5,4)1,2 (5,1)2,5 (4,9)6,4 (11,5)CRP [mg/l]144 (53,9)112,5 (106,4)141 (87,1)133 (105,9)170 (146)WBC [no/l]7750 (4075)11100 (7100)13350 (8800)12900 (6675)16100 (10600)
* intensivmedizinisch behandelte Patienten, die kein SIRS oder Sepsis entwickelt haben Angegeben ist jeweils der Median und in Klammern der Interquartilsabstand (IQR).

Um die Anwendbarkeit der Kontrollgene anhand eines Vergleiches von SIRS- und Sepsis-Patienten zu demonstrieren, wurden folgende Testgene ausgewählt (vgl. Tabelle 9). Tabelle 9: Testgene für den Vergleich von SIRS- und Sepsis-Patienten

Name Gen Bank Accession NummerLiteraturSeq-IDCARD8 NM_014959[7]98CCBP2 NM001296[8]99CCL26NM006072[9]100FADDNM003824[10]101IL6R NM_181359[11]102ITGB2 NM_000211[12]103MAPK3 NM_002746[13]104MYD88 NM_002468[14]105TNFNM000594[15]106TREM1NM_018643[16]107

Diese Testgene sind in der wissenschaftlichen Literatur im Zusammenhang mit Sepsis beschrieben.

Für die statistische Analyse wurden 6 Patienten mit schwerer SIRS (SIRS + Organdysfunktionen) und 9 Patienten mit schwerer Sepsis (Sepsis + Organdysfunktionen) ausgewählt (Tabelle 10). Tabelle 10: Ausgewählte Charakteristika der SIRS- und Sepsispatienten

schwere SIRSschwere SepsisAnzahl Patienten69Sterblichkeit0 (0%)5 (55,6%)Geschlecht [M/W]4/27/2Alter [Jahre]70,5 (7)74 (7)SOFA Score8 (2,25)10 (4)Anzahl ODFs3,5 (1,75)3 (1)PCT [ng/ml]3,1 (5,5)28,2 (38,8)CRP [mg/l]71,2 (15,6)206 (180)WBC [no/l]14250 (3800)15800 (4600)
Angegeben ist jeweils der Median und in Kiammern der Interquartilsabstand (IQR).

Die Normalisierung der zehn Testgene erfolgte mittels der folgenden fünf, zufällig ausgewählten Kontrollgene. Es wurde hierzu die Methode von Vandesompele et al. [6] verwendet (Tabelle 11). Tabelle 11: Ausgewählte Kontrollgene (Set 1)

Gen Bank Accession NummerSeq.-IDAI26352732AW96402338AI93379764T9877982NM_00437994

Ein Vergleich mittels dem Zwei-Stichproben t-Test liefert folgendes Ergebnis (Tabelle 12) Tabelle 12: Genaktivität der Testgene normalisiert mit Set 1 der Kontrollgene

Gene symbolSeq-IDMean SIRSMean Sepsisp-WertCARD8981,854,320,045CCBP2991,252,690,004CCL261001,522,690,041FADD1011,263,450,028IL6R1021,582,150.175ITGB21031,042,600.074MAPK31041,262,490.052MYD881051,112,340.025TNF1061,412,470.055TREM11071,091,520.154

Um die Reproduzierbarkeit der Ergebnisse zu demonstrieren, wurde der statistische Vergleich wiederholt, wobei erneut fünf Kontrollgene (Set 2) zufällig ausgewählt wurden (Tabelle 13) Tabelle 13: Kontrollgene (Set 2)

GenBank Accession NummerSeq. IDAI60936749AI86206359H0626367R9245576BC00271595

Nach der Normalisierung mittels der Methode von Vandesompele et al. erhalten wir folgende Ergebnisse für den Zwei-Stichproben t-Test (Tabelle 14): Tabelle 14: Genaktivität der Testgene normalisiert mit Set 2 der Kontrollgene

Gene symbolSeq-IDMean SIRSMean Sepsisp-WertCARD8981,673,710,029CCBP2991,152,350,001CCL261001,372,340,033FADD1011,152,980,015IL6R1021,441,880,210ITGB21030,972,270,050MAPK31041,152,340,065MYD881051,032,050,028TNF1061,282,200,057TREM11070,991,340.145

Die Ergebnisse zeigen eine sehr gute Reproduzierbarkeit der Ergebnisse. Bei beiden Vergleichen sind identische Marker auf dem 5% bzw. 10% Niveau signifikant.

Ausführungsbeispiel 3

Ermittelung der Stabilitätswerte ausgewählter Kontrollgene durch deren spezifische Primer mittels real-time PCR

RNA-IsolationAus Vollblut wurde RNA mit Hilfe des PAXgene-Kits (PreAnalytiX) nach Angaben des Hersteller isoliert.Quantitative Reverse Transkriptase-PCR (RT-PCR)

Durch Reverse Transkription wurde mit Hilfe eines Oligo-dT-Primers mRNA unabhängig von ihrer Sequenz in cDNA umgeschrieben. Die dabei komplementärer zu der eingesetzten mRNA entstandenen cDNA-Stränge, wurden anschließend als Template für verschiedenen PCR-Reaktionen eingesetzt.

  • a) Für den Ansatz wurden folgende Bestandteile zusammen pipettiert:
    – 5 μg eingeengte RNA
    – 10 μl H2O
    – 1 μl dNTP (dGTP, dATP, dCTP, dTTP)
    – 1 μl Oligo dT (0,5 μg/μl)
  • b) 5 min bei 70°C, anschließend 5 min auf Eis
  • c) Folgender Mix wurde anschließend zugegeben:
    – 4 μl RT-Puffer
    – 2 μl 0,1 M DTT
    – 1 μl RNase out (RNase Inhibitor)
    – 1 μl SuperScript Reverse Transkriptase
  • d) 1 h bei 42°C inkubieren
  • e) 15 min bei 70°C inkubieren

Polymerase-Kettenreaktion

Mit Hilfe der PCR wurde der ausgewählte DNA-Abschnitt amplifiziert, und anschließend quantifiziert und damit die Stärke der Genexpression der Kontrollgene ermittelt:
Für die PCR wurde das AccuPrime Taq DNA Polymerase System von invitrogen verwendet.

Für einen 25 μl Ansatz werden folgende Bestandteile in ein 200 μl Tube zusammen pipettiert:
2,51 10X AccuPrime PCR Puffer 1
20 μl RNase free H2O
1 μl Template DNA 1:10 verdünnt (ca. 0,82 ng/μl)
1 μl Primermix (je 0,5 μl forward-/reverse-Primer entsprechend Tabelle 2)
0,5 μl AccuPrime Taq DNA Polymerase

Folgendes Programm wird im real-time PCR-Thermocycler (corbett research RG 3000) durchgeführt:

Zuerst wurde bei 94°C die Template-DNA vollständig denaturiert und das Enzym aktiviert. Anschließend folgten 30 Amplifikationssyklen bestehend aus Denaturierung bei 94°C, Annealing bei 58°C und Elongation bei 68°C. Im Anschluss an die PCR wurden die Proben auf ein 1,5%iges Agarosegel aufgetragen, um über die Größe der Fragmente die Richtigkeit der Produkte zu überprüfen. Tabelle 15: Stabilitätswerte ausgewählter Kontrollgene (RNA-Basis) ermittelt durch spezifische Primer und real-time PCR

Seq-IDGenBank Accession NummerStabilität M87NM_0015621,102829589NM_0012281,037730190NM_0019931,921424091NM_0022091,122608293NM_0005871,167985195BC0027151,128531296NM_0030820,9456845

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