Title:
Allele des oxyR-Gens aus coryneformen Bakterien
Kind Code:
A1


Abstract:

Die Erfindung betrifft Mutanten und Allele des oxyR-Gens coryneformer Bakterien, kodierend für Varianten des OxyR-Transkriptionsregulators, und Verfahren zur Herstellung von Aminosäuren unter Verwendung von Bakterien, die diese Allele enthalten.




Inventors:
Bathe, Brigitte, Dr. (Salzkotten, 33154, DE)
Claes, Wilfried, Dr. (Bielefeld, 33615, DE)
Jerrentrup, Silke (Bielefeld, 33607, DE)
Kreutzer, Caroline (Oerlinghausen, 33813, DE)
Thierbach, Georg, Dr. (Bielefeld, 33613, DE)
Application Number:
DE102006054202
Publication Date:
05/21/2008
Filing Date:
11/17/2006
Assignee:
Evonik Degussa GmbH (Düsseldorf, 40474, DE)
International Classes:



Claims:
1. Isolierte Mutanten coryneformer Bakterien, welche ein Gen enthalten, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, dadurch gekennzeichnet , dass das Polypeptid eine Aminosäuresequenz umfasst, bei der an Position 89 oder einer entsprechenden oder vergleichbaren Position eine der proteinogenen Aminosäuren, ausgenommen L-Alanin, enthalten ist.

2. Mutanten coryneformer Bakterien gemäß Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei den coryneformen Bakterien um ein Bakterium ausgewählt aus der Gruppe Corynebacterium efficiens, Corynebacterium glutamicum, Corynebacterium thermoaminogenes und Corynebacterium aminogenes handelt.

3. Mutanten coryneformer Bakterien gemäß Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet, dass es sich um Corynebacterium glutamicum handelt.

4. Mutanten coryneformer Bakterien gemäß Anspruch 1, 2, oder 3, dadurch gekennzeichnet, dass es sich um L-Aminosäure ausscheidende Bakterien handelt.

5. Mutanten coryneformer Bakterien gemäß Anspruch 4, dadurch gekennzeichnet, dass es sich um L-Lysin, L-Valin, L-Isoleucin, L-Tryptophan oder L-Homoserin ausscheidende Bakterien handelt.

6. Mutanten coryneformer Bakterien gemäß Anspruch 1 bis 5 dadurch gekennzeichnet, dass das kodierte Polypeptid an Position 89 oder einer vergleichbaren Position L-Valin enthält.

7. Mutanten coryneformer Bakterien gemäß Anspruch 1 bis 5 dadurch gekennzeichnet, dass das kodierte Polypeptid die Aminosäuresequenz von SEQ ID NO: 2 umfasst, wobei an Position 89 eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthalten ist, und wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist.

8. Mutanten coryneformer Bakterien gemäß Anspruch 1 bis 6, dadurch gekennzeichnet, dass das Gen eine Nukleotidsequenz umfasst, die mit der Nukleotidsequenz eines Polynukleotids identisch ist, das durch eine Polymerasekettenreaktion (PCR) unter Verwendung von DNA gewonnen aus einem coryneformen Bakterium und unter Verwendung eines Primerpaares bestehend aus einem ersten Primer, umfassend mindestens 15 aufeinanderfolgende Nukleotide ausgewählt aus der Nukleotidsequenz zwischen Position 1 und 750 von SEQ ID NO:3 oder SEQ ID NO:7, und einem zweitem Primer, umfassend mindestens 15 aufeinanderfolgende Nukleotide ausgewählt aus der komplementären Nukleotidsequenz zwischen Position 2484 und 1731 von SEQ ID NO:3 oder SEQ ID NO: 7, erhältlich ist.

9. Mutanten coryneformer Bakterien gemäß Anspruch 1 bis 6 oder 8, dadurch gekennzeichnet, dass das kodierte Polypeptid eine Aminosäuresequenz mit einer Länge entsprechend 327 L-Aminosäuren umfasst.

10. Mutanten coryneformer Bakterien gemäß Anspruch 1 bis 6 oder 8 bis 9, dadurch gekennzeichnet, dass das kodierte Polypeptid von Position 70 bis 108 der Aminosäuresequenz die Aminosäuresequenz entsprechend Position 70 bis 108 von SEQ ID NO:6 enthält.

11. Mutanten coryneformer Bakterien gemäß Anspruch 1 bis 6 oder 8 bis 10, dadurch gekennzeichnet, das das kodierte Polypeptid eine Aminosäuresequenz umfasst, die mindestens 90% identisch ist mit der Aminosäuresequenz von SEQ ID NO:6, wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist.

12. Mutanten coryneformer Bakterien gemäß Anspruch 1 bis 6 oder 8 bis 10, dadurch gekennzeichnet, dass das Gen eine Nukleotidsequenz umfasst, die mindestens 90% identisch ist mit der Nukleotidsequenz von SEQ ID NO:5, wobei an Position 731 gegebenenfalls Thymin enthalten ist.

13. Mutanten coryneformer Bakterien gemäß Anspruch 6, dadurch gekennzeichnet, dass das kodierte Protein eine Aminosäuresequenz ausgewählt aus der Gruppe
a) Aminosäuresequenz gemäß SEQ ID NO:6,
b) Aminosäuresequenz gemäß SEQ ID NO:6 einschließlich eines oder mehrerer konservativer Aminosäureaustausch(e), und
c) Aminosäuresequenz gemäß SEQ ID NO:6 einschließlich einer oder mehrerer Insertionen oder Deletionen von Aminosäuren,
umfasst, wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist.

14. Mutanten coryneformer Bakterien gemäß Anspruch 7, dadurch gekennzeichnet, dass die Aminosäuresequenz von SEQ ID NO:2 an Position 89 L-Valin enthält.

15. Mutanten coryneformer Bakterien gemäß Anspruch 14, dadurch gekennzeichnet, dass das Gen die Nukleotidsequenz von SEQ ID NO:5 oder SEQ ID NO:7 umfasst, wobei gegebenenfalls das Cytosin an Position 731 von SEQ ID NO:5 oder das Cytosin an Position 1481 von SEQ ID NO:7 durch Thymin ersetzt ist.

16. Mutanten coryneformer Bakterien, dadurch gekennzeichnet, dass diese durch folgende Schritte erhältlich sind:
a) Behandlung eines coryneformen Bakteriums, das die Fähigkeit besitzt Aminosäuren auszuscheiden, mit einem mutagenen Agenz,
b) Isolierung und Vermehrung der in a) erzeugten Mutante,
c) Bereitstellung von Nukleinsäure aus der in b) erhaltenen Mutante,
d) Herstellung eines Nukleinsäuremoleküls unter Verwendung der Polymerasekettenreaktion, der Nukleinsäure aus c), und eines Primerpaares bestehend aus einem ersten Primer umfassend mindestens 15 aufeinanderfolgenden Nukleotide ausgewählt aus der Nukleotidsequenz zwischen Position 1 und 1014 von SEQ ID NO:3 oder SEQ ID NO:7 und einem zweitem Primer umfassend mindestens 15 aufeinanderfolgende Nukleotide ausgewählt aus der komplementären Nukleotidsequenz zwischen Position 2484 und 1018 von SEQ ID NO:3 oder 7,
e) Bestimmung der Nukleotidsequenz des in d) erhaltenen Nukleinsäuremoleküls, und Bestimmung der kodierten Aminosäuresequenz,
f) gegebenfalls Vergleich der in f) bestimmten Aminosäuresesequenz mit SEQ ID NO:6, wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist, und
g) Identifizierung einer Mutante, die ein Polynukleotid enthält, das für ein Polypeptid kodiert, welches an Position 89 oder vergleichbarer Position eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin, bevorzugt L-Valin, und gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthält.

17. Mutanten coryneformer Bakterien gemäß Anspruch 16, dadurch gekennzeichnet, dass im Anschluss an Schritt b) eine Mutante ausgewählt wird, die die Fähigkeit besitzt in einem Medium mindestens 0,5% mehr L-Aminosäure auszuscheiden oder im Zellinneren anzuhäufen als das in Schritt a) von Anspruch 17 eingesetzte coryneforme Bakterium.

18. Ein isoliertes Polynukleotid, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, welches an Position 89 der Aminosäuresequenz oder einer entsprechenden oder vergleichbaren Position eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthält.

19. Isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 18, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei der proteinogenen Aminosäure um L-Valin handelt.

20. Isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 18, dadurch gekennzeichnet, dass das kodierte Polypeptid die Aminosäuresequenz von SEQ ID NO:2 umfasst, wobei an Position 89 der Aminosäuresequenz eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthalten ist, und wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist.

21. Isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 18 oder 19, dadurch gekennzeichnet, dass das kodierte Polypeptid eine Aminosäuresequenz mit einer Länge von 327 Aminoäuren umfasst.

22. Isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 19, dadurch gekennzeichnet, dass das kodierte Polypeptid von Position 70 bis 108 der Aminosäuresequenz die Aminosäuresequenz entsprechend Position 70 bis 108 von SEQ ID NO:6 enthält.

23. Isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 18 oder 19, dadurch gekennzeichnet, dass es mit der Nukleotidsequenz eines Polynukleotids identisch ist, das durch eine Polymerasekettenreaktion (PCR) unter Verwendung von DNA gewonnen aus einem coryneformen Bakterium und unter Verwendung eines Primerpaares bestehend aus einem ersten Primer, umfassend mindestens 15 aufeinanderfolgende Nukleotide ausgewählt aus der Nukleotidsequenz zwischen Position 1 und 750 von SEQ ID NO:3 oder SEQ ID NO:7, und einem zweitem Primer, umfassend mindestens 15 aufeinanderfolgende Nukleotide ausgewählt aus der komplementären Nukleotidsequenz zwischen Position 2484 und 1732 von SEQ ID NO:3 oder SEQ ID NO: 7 erhältlich ist.

24. Isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 18 oder 19, dadurch gekennzeichnet, dass es mit zu SEQ ID NO:5, komplementären Nukleotidsequenz unter stringenten Bedingungen hybridisiert.

25. Isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 18 oder 19, dadurch gekennzeichnet, dass das kodierte Polypeptid eine Aminosäuresequenz umfasst, die mindestens 90% identisch ist mit der Aminosäuresequenz von SEQ ID NO:6, wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist.

26. Isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 18 oder 19, dadurch gekennzeichnet, dass das Polynukleotid eine Nukleotidsequenz umfasst, die mindestens 90%, identisch ist mit der Nukleotidsequenz von SEQ ID NO:5, wobei gegebenenfalls an Position 731 Thymin enthalten ist.

27. Isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 18 oder 19, dadurch gekennzeichnet, dass das kodierte Protein eine Aminosäuresequenz ausgewählt aus der Gruppe
a) Aminosäuresequenz gemäß SEQ ID NO:6,
b) Aminosäuresequenz gemäß SEQ ID NO:6, einschließlich eines oder mehrerer konservativer Aminosäureaustausch(e), und
c) Aminosäuresequenz gemäß SEQ ID NO:6, einschließlich einer oder mehrerer Insertionen oder Deletionen von Aminosäuren
umfasst, wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist.

28. Isoliertes Polynukleotid gemäß einem oder mehreren der Ansprüche 20 oder 27 dadurch gekennzeichnet, dass das kodierte Polypeptid die Aminosäuresequenz von SEQ ID NO:6 umfasst, wobei gegebenenfalls an Position 44 L-Valin enthalten ist.

29. Isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 28, dadurch gekennzeichnet, dass die Nukleotidsequenz SEQ ID NO:5 umfasst, wobei gegebenenfalls an Position 731 Thymin enthalten ist.

30. Ein isoliertes Polynukleotid, welches ein Nukleinsäure-Molekül umfasst, das mindestens für ein Leseraster mit einer Aminosäuresequenz entsprechend Position 70 bis 108 von SEQ ID NO:2 kodiert, wobei an der Position entsprechend Position 89 von SEQ ID NO:2 eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthalten ist.

31. Isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 30, dadurch gekennzeichnet, dass es mindestens für ein Leseraster mit einer Aminosäuresequenz entsprechend Position 70 bis 108 von SEQ ID NO:6 kodiert, wobei an Position 244 gegebenenfalls L-Valin enthalten ist.

32. Isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 30, dadurch gekennzeichnet, dass die Aminosäuresequenz eine oder mehrere konservative Aminosäureaustausche enthält, wobei die konservativen Aminosäureaustausche nicht die Position 89 und gegebenenfalls nicht die Position 244 betreffen.

33. Isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 30, dadurch gekennzeichnet, dass es eine oder mehrere stille Mutationen enthält.

34. Isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 31, dadurch gekennzeichnet, dass es mindestens die Nukleotidsequenz entsprechend Position 958 bis 1074 von SEQ ID NO:7 umfasst, wobei gegebenenfalls an Position 731 Thymin enthalten ist.

35. Verfahren zur Herstellung eines rekombinanten coryneformen Bakteriums, dadurch gekennzeichnet, dass man
a) ein isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 18 bis 29 oder gemäß Anspruch 30 bis 34 in ein coryneformes Bakterium transferiert,
b) das im Chromosom des coryneformen Bakteriums vorhandene oxyR-Gen, das für eine Aminosäuresequenz mit L-Alanin an Position 89 kodiert, gegen das Polynukleotid aus a) austauscht, das für eine Aminosäuresequenz kodiert, die eine andere proteinogene L-Aminosäure an der Position 89 oder einer vergleichbaren Position und gegebenenfalls an Position 244 L-Valin besitzt, und
c) das gemäß Schritt a) und b) erhaltene coryneforme Bakterium vermehrt.

36. Verfahren gemäß Anspruch 35, dadurch gekennzeichnet, dass man das isolierte Polynukleotid gemäß Anspruch 18 bis 29 verwendet.

37. Verfahren gemäß Anspruch 39, dadurch gekennzeichnet, dass man das isolierte Polynukleotid gemäß Anspruch 30 bis 34 verwendet.

38. Verfahren gemäß Anspruch 39, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei der anderen L-Aminosäure an Position 89 um L-Valin handelt.

39. Verfahren zur Herstellung eines rekombinanten Mikroorganismus, dadurch gekennzeichnet, dass man
a) ein isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 18 bis 29, in einen Mikroorganismus transferiert,
b) das isolierte Polynukleotid in dem Mikroorganismus repliziert, und
c) den gemäß Schritt a) und b) erhaltenen Mikroorganismus vermehrt.

40. Ein rekombinanter Mikroorganismus, der das isolierte Polynukleotid gemäß Anspruch 18 bis 29 oder 30 bis 34 enthält.

41. Rekombinanter Mikroorganismus gemäß Anspruch 40, dadurch gekennzeichnet, dass es sich um ein coryneformes Bakterium oder um ein Bakterium der Gattung Escherichia handelt.

42. Rekombinanter Mikroorganismus gemäß Anspruch 41, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei dem coryneformen Bakterium um die Gattung Corynebacterium handelt.

43. Rekombinanter Mikroorganismus gemäß Anspruch 42, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei dem Bakterium der Gattung Corynebacterium um die Art Corynebacterium glutamicum handelt.

44. Ein Vektor, der das isolierte Polynukleotid gemäß Anspruch 18 bis 29 oder 30 bis 34 enthält.

45. Ein rekombinanter Mikroorganismus, der den Vektor gemäß Anspruch 44 enthält.

46. Rekombinanter Mikroorganismus gemäß Anspruch 45, dadurch gekennzeichnet, dass es sich um ein coryneformes Bakterium oder um ein Bakterium der Gattung Escherichia handelt.

47. Rekombinanter Mikroorganismus gemäß Anspruch 46, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei dem coryneformen Bakterium um die Gattung Corynebacterium handelt.

48. Rekombinanter Mikroorganismus gemäß Anspruch 47, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei dem Bakterium der Gattung Corynebacterium um die Art Corynebacterium glutamicum handelt.

49. Verfahren zur Überexpression eines OxyR-Transkriptionsregulators in einem Mikroorganismus, dadurch gekennzeichnet, dass man die Kopienzahl eines Polynukleotids gemäß Anspruch 18 bis 29 in einem Mikroorganismus um mindestens eine (1) Kopie erhöht.

50. Verfahren zur Überexpression einer OxyR-Transkriptionsregulator in einem Mikroorganismus, dadurch gekennzeichnet, dass man einen Promotor oder eine Expressionskassette funktionell mit einem Polynukleotid verknüpft, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, bei dem an Position 89 oder an vergleichbarer Position der Aminosäuresequenz eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthalten ist.

51. Verfahren zur Herstellung einer L-Aminosäure dadurch gekennzeichnet, dass man
a) ein isoliertes coryneformes Bakterium in einem geeignetem Medium fermentiert, wobei das Bakterium mindestens eine Kopie ein für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodierendes Gen enthält, wobei in den Aminosäuresequenzen des Polypeptids das L-Alanin an der Position 89 oder der vergleichbaren Position durch eine andere proteinogene Aminosäure ersetzt ist, und wobei gegebenenfalls das L-Alanin an Position 244 durch L-Valin ersetzt ist, und
b) die L-Aminosäure in der Fermentationsbrühe oder in den Zellen des Bakteriums anreichert.

52. Verfahren gemäß Anspruch 51, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei dem isolierten coryneformen Bakterium um eine Mutante gemäß Anspruch 1 bis 17 handelt.

53. Verfahren gemäß Anspruch 51, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei dem isolierten coryneformen Bakterium um ein rekombinantes coryneformes Bakterium handelt, das ein isoliertes Polynukleotid gemäß Anspruch 19 bis 37 enthält oder unter Verwendung desselben hergestellt wurde.

54. Verfahren nach Anspruch 51, dadurch gekennzeichnet, dass man die L-Aminosäure isoliert oder sammelt.

55. Verfahren nach Anspruch 54, dadurch gekennzeichnet, dass man die L-Aminosäure reinigt.

56. Verfahren nach Anspruch 51, dadurch gekennzeichnet, dass man die L-Aminosäure gemeinsam mit Bestandteilen aus der Fermentationsbrühe und/oder der Biomasse (> 0 bis 100 %) isoliert oder sammelt.

57. Verfahren nach Anspruch 51, dadurch gekennzeichnet, dass man
a) aus der in Schritt b) von Anspruch 51 erhaltenen Fermentationsbrühe die gebildete Biomasse in einer Menge von 0 bis 100 % entfernt, und
b) aus der in Schritt a) erhaltenen Brühe ein im Wesentlichen trockenes und geformtes Produkt durch eine Methode ausgewählt aus der Gruppe Granulation, Kompaktierung, Sprühtrocknung und Extrusion herstellt.

58. Verfahren nach Anspruch 57; dadurch gekennzeichnet, dass man der Fermentationsbrühe vor oder nach Schritt a) eine Säure ausgewählt aus der Gruppe Schwefelsäure, Salzsäure und Phosphorsäure hinzufügt.

59. Verfahren nach Anspruch 57, dadurch gekennzeichnet, dass man aus der vor oder nach in Schritt a) erhaltenen Brühe Wasser entfernt.

60. Verfahren gemäß Anspruch 57, dadurch gekennzeichnet, dass man das in oder während Schritt b) erhaltene geformte Produkt mit einem Öl besprüht.

61. Verfahren gemäß Anspruch 51, dadurch gekennzeichnet, dass man folgende Schritte durchführt
a) Filtration der Fermentationsbrühe, bevorzugt mit einem Membranfilter, so dass ein Biomasse-haltiger Schlamm und ein Filtrat erhalten wird,
b) Aufkonzentration des Filtrates, bevorzugt so, dass ein Feststoffgehalt von 48 bis 52 Gew.-% erhalten wird,
c) Granulation des in Schritt b) erhaltenen Konzentrates, bevorzugt bei einer Temperatur von 50°C bis 62°C, und
d) Beschichtung des in c) erhaltenen Granulates mit einem oder mehreren der Beschichtungsmittel (coating agent(s)).

62. L-Lysin haltiges Futtermitteladditiv auf Fermentationsbrühebasis, welches folgende Merkmale aufweist
a) einen Lysingehalt (als Base) von mindestens 10 Gew.-% bis maximal 73 Gew.-%,
b) einen Wassergehalt von höchstens 5 Gew.-%, und
c) einen Biomassegehalt ensprechend mindestens 0,1 % der in der Fermentationsbrühe enthaltenen Biomasse, wobei die gegebenenfalls inaktivierte Biomasse aus Bakterien gemäß einem oder mehreren der Ansprüche 1 bis 17 oder 40 bis 43 oder 45 bis 48 gebildet wird.

63. L-Tryptophan haltiges Futtermitteladditiv auf Fermentationsbrühebasis, welches folgende Merkmale aufweist
a) einen Tryptophangehalt von mindestens 5 Gew.-%,
b) einen Wassergehalt von höchstens 5 Gew.-%, und
c) einen Biomassegehalt ensprechend mindestens 0,1 % der in der Fermentationsbrühe enthaltenen Biomasse, wobei die gegebenenfalls inaktivierte Biomasse aus Bakterien gemäß einem oder mehreren der Ansprüche 1 bis 17 oder 40 bis 43 oder 45 bis 48 gebildet wird.

Description:

Gegenstand der Erfindung sind Mutanten und Allele des oxyR-Gens coryneformer Bakterien kodierend für Varianten des OxyR-Transkriptionsregulators und Verfahren zur Herstellung von Aminosäuren, insbesondere ausgewählt aus der Gruppe L-Lysin, L-Tryptophan, L-Prolin, L-Valin, L-Isoleucin und L-Homoserin unter Verwendung von Bakterien, die diese Allele enthalten.

Stand der Technik

Aminosäuren finden in der Humanmedizin, in der pharmazeutischen Industrie, in der Lebensmittelindustrie und ganz besonders in der Tierernährung Anwendung.

Es ist bekannt, dass Aminosäuren durch Fermentation von Stämmen coryneformer Bakterien, insbesondere Corynebacterium glutamicum, hergestellt werden. Wegen der großen Bedeutung wird ständig an der Verbesserung der Herstellverfahren gearbeitet. Verfahrensverbesserungen können fermentationstechnische Maßnahmen wie zum Beispiel Rührung und Versorgung mit Sauerstoff, oder die Zusammensetzung der Nährmedien, wie zum Beispiel die Zuckerkonzentration während der Fermentation, oder die Aufarbeitung zur Produktform durch zum Beispiel Ionenaustauschchromatographie oder die intrinsischen Leistungseigenschaften des Mikroorganismus selbst betreffen.

Zur Verbesserung der Leistungseigenschaften dieser Mikroorganismen werden Methoden der Mutagenese, Selektion und Mutantenauswahl angewendet. Auf diese Weise erhält man Stämme, die resistent gegen Antimetabolite oder auxotroph für regulatorisch bedeutsame Metabolite sind und die Aminosäuren produzieren. Ein bekannter Antimetabolit ist das Lysinanalogon S-(2-Aminoethyl)-L-Cystein (AEC).

Seit einigen Jahren werden ebenfalls Methoden der rekombinanten DNA-Technik zur Stammverbesserung von L-Aminosäure produzierenden Stämmen von Corynebacterium eingesetzt, indem man einzelne Aminosäure-Biosynthesegene amplifiziert und die Auswirkung auf die Aminosäure-Produktion untersucht.

Das Chromosom von Corynebacterium glutamicum wurde vor einiger Zeit vollständig sequenziert (Kalinowski et al., Journal of Biotechnology 104, 5-25 (2003)). Das Chromosom von Corynebacterium efficiens wurde ebenfalls bereits sequenziert (Nishio et al., Genome Res. 13 (7), 1572-1579 (2003)).

Entsprechende Sequenzangaben können den öffentlichen Datenbanken entnommen werden. Geeignete Datenbanken sind beispielsweise die Datenbank der European Molecular Biologies Laboratories (EMBL, Heidelberg, Deutschland bzw. Cambridge, UK), die Datenbank des National Center for Biotechnology Information (NCBI, Bethesda, MD, USA), die des Swiss Institute of Bioinformatics (Swissprot, Genève, Switzerland), die Protein Information Resource Database (PIR, Washington, DC, USA) und die DNA Data Bank of Japan (DDBJ, 1111 Yata, Mishima, 411-8540, Japan).

Zusammenfassende Darstellungen zur Genetik, zum Stoffwechsel und zur technischen Bedeutung von Corynebacterium findet man in den Aufsätzen von Ikeda, von Pfefferle et al. und von Mueller und Huebner im Buch „Microbial Production of L-Amino Acids" (Advances in Biochemical Engineering 79, (2003), Springer Verlag, Berlin, Deutschland, Herausgeber: T. Scheper), in der Spezialausgabe „A New Era in Corynebacterium glutamicum Biotechnology" des Journal of Biotechnology (Band 104 (1-3), 2003, Herausgeber: A. Pühler und T. Tauch) und im „Handbook of Corynebacterium glutamicum" (Herausgeber: L. Eggeling und M. Bott, CRC Press, Taylor & Francis Group, Boca Raton, FL, USA, 2005).

Die Nukleotidsequenz des für den OxyR-Transkriptionsregulator von Corynebacterium glutamicum kodierenden oxyR-Gens ist unter anderem in der Datenbank des National Center for Biotechnology Information (NCBI) der National Library of Medicin (Bethesda, MD, USA) unter der Zugangsnummer AR697215 allgemein verfügbar. Sie kann weiterhin der Patentanmeldung EP1108790 als Sequenz Nr. 2114 entnommen werden.

In der US 6,916,636 wird über die Auswirkung der Überexpression des OxyR-Transkriptionsregulators auf die Aminosäureproduktion berichtet.

Der besseren Übersichtlichkeit halber ist die Nukleotidsequenz des für den OxyR-Transkriptionsregulator des Wildtyps von Corynebacterium glutamicum kodierenden oxyR-Gens („Wildtyp-Gen") gemäß den Angaben der NCBI-Datenbank in SEQ ID NO:1 und die sich daraus ergebende Aminosäuresequenz des kodierten OxyR-Transkriptionsregulators in SEQ ID NO:2 bzw. 4 dargestellt. In SEQ ID NO:3 sind stromaufwärts (upstream) und stromabwärts (downstream) gelegene Nukleotidsequenzen zusätzlich angegeben.

Aufgabe der Erfindung

Die Erfinder haben sich zur Aufgabe gestellt neue Maßnahmen zur verbesserten Herstellung von Aminosäuren, insbesondere ausgewählt aus der Gruppe L-Lysin, L-Tryptophan, L-Prolin, L-Valin, L-Isoleucin und L-Homoserin, bereitzustellen.

Beschreibung der Erfindung

Gegenstand der Erfindung sind erzeugte bzw. isolierte Mutanten coryneformer Bakterien, die bevorzugt Aminosäuren ausscheiden, und welche ein Gen bzw. Allel enthalten, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, dadurch gekennzeichnet, dass das Polypeptid eine Aminosäuresequenz umfasst, bei der an der Position 89 bzw. einer entsprechenden oder vergleichbaren Position der Aminosäuresequenz eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthalten ist. Der Austausch von L-Alanin gegen L-Valin wird bevorzugt.

Bei den coryneformen Bakterien wird die Gattung Corynebacterium bevorzugt. Bei der Gattung Corynebacterium werden folgenden Arten als Ausgangsstämme bevorzugt:
Corynebacterium efficiens (Typ-Stamm DSM44549),
Corynebacterium glutamicum (Typ-Stamm ATCC13032),
Corynebacterium thermoaminogenes (beispielsweise der Stamm FERN BP-1539), und
Corynebacterium ammoniagenes (Typ-Stamm ATCC6871),
wobei die Art Corynbacterium glutamicum ganz besonders bevorzugt wird.

Einige Vertreter der Art Corynebacterium glutamicum sind im Stand der Technik auch unter anderen Artbezeichnungen bekannt. Hierzu gehören beispielsweise:
Corynebacterium acetoacidophilum ATCC13870,
Corynebacterium lilium DSM20137,
Corynebacterium melassecola ATCC17965,
Brevibacterium flavum ATCC14067,
Brevibacterium lactofermentum ATCC13869,
Brevibacterium divaricatum ATCC14020, und
Microbacterium ammoniaphilum ATCC15354.

Der Begriff „Micrococcus glutamicus" für Corynebacterium glutamicum war ebenfalls gebräuchlich.

Die für die Maßnahmen der Erfindung eingesetzten Stämme coryneformer Bakterien (Ausgangsstämme) besitzen bevorzugt bereits die Fähigkeit die gewünschte Aminosäure in der Zelle anzureichern oder in das sie umgebende Nährmedium auszuscheiden und zu akkumulieren. Hierfür wird im Folgenden auch der Ausdruck „produzieren" verwendet. Insbesondere besitzen die für die Maßnahmen der Erfindung eingesetzten Stämme coryneformer Bakterien die Fähigkeit ≥ (mindestens) 0,25 g/l, ≥ 0,5 g/l, ≥ 1,0 g/l, ≥ 1,5 g/l, ≥ 2,0 g/l, ≥ 4 g/l oder ≥ 10 g/l der gewünschten Aminosäure in ≤ (maximal) 120 Stunden, ≤ 96 Stunden, ≤ 48 Stunden, ≤ 36 Stunden, ≤ 24 Stunden oder ≤ 12 Stunden in der Zelle oder im Nährmedium anzureichern bzw. zu akkumulieren. Hierbei kann es sich um Stämme handeln, die durch Mutagenese und Selektion, durch rekombinante DNA-Techniken oder durch eine Kombination beider Methoden hergestellt wurden.

Bekannte Vertreter L-Lysin produzierender bzw. ausscheidender Stämme coryneformer Bakterien sind beispielsweise:
Corynebacterium glutamicum DM58-1/pDM6 (= DSM4697) beschrieben in EP 0 358 940,
Corynebacterium glutamicum MH20-22B (= DSM16835) beschrieben in Menkel et al. (Applied and Environmental Microbiology 55(3), 684-688 (1989)),
Corynebacterium glutamicum AHP-3 (= Ferm BP-7382) beschrieben in EP 1 108 790,
Corynebacterium glutamicum NRRL B-11474 beschrieben in US 4,275,157, und
Corynebacterium thermoaminogenes AJ12521 (= FERM BP-3304) beschrieben in US 5,250,423.

Bekannte Vertreter L-Tryptophan produzierender bzw. ausscheidender Stämme coryneformer Bakterien sind beispielsweise:
Corynebacterium glutamicum K76 (=Ferm BP-1847) beschrieben in US 5,563,052,
Corynebacterium glutamicum BPS13 (=Ferm BP-1777) beschrieben in US 5,605,818, und
Corynebacterium glutamicum Ferm BP-3055 beschrieben in US 5,235,940.

Bekannte Vertreter L-Prolin produzierender bzw. ausscheidender Stämme coryneformer Bakterien sind beispielsweise:
Brevibacterium lactofermentum NRRL 3-11421 beschrieben in US 4,224,409,
Brevibacterium flavum NRRL 3-11422 beschrieben in US 4,224,409,
Brevibacterium flavum FERN BP-2214 beschrieben in US 5,294,547,
Corynebacterium glutamicum NRRL 3-11423 beschrieben in US 4,224,409,
Corynebacterium glutamicum ATCC 21157 beschrieben in US 4,444,885,
Corynebacterium glutamicum ATCC 21158 beschrieben in US 4,444,885,
Corynebacterium glutamicum ATCC 21159 beschrieben in US 4,444,885,
Corynebacterium glutamicum ATCC 21355 beschrieben in US 4,444,885, und
Microbacterium ammoniaphilum NRRL B-11424 beschrieben in US 4,224,409.

Bekannte Vertreter L-Valin produzierender bzw. ausscheidender Stämme coryneformer Bakterien sind beispielsweise:
Brevibacterium lactofermentum FERM BP-1763 beschrieben in US 5,188,948,
Brevibacterium lactofermentum FERM BP-3007 beschrieben in US 5,521,074,
Corynebacterium glutamicum FERM BP-3006 beschrieben in US 5,521,074, und
Corynebacterium glutamicum FERM BP-1764 beschrieben in US 5,188,948.

Bekannte Vertreter L-Isoleucin produzierender bzw. ausscheidender Stämme coryneformer Bakterien sind beispielsweise:
Brevibacterium flavum FERM BP-327 beschrieben in US 4,656,135,
Brevibacterium flavum FERM BP-2215 beschrieben in US 5,294,547, und
Corynebacterium glutamicum FERM BP-758 beschrieben in US 4,656,135.

Bekannte Vertreter L-Homoserin produzierender bzw. ausscheidender Stämme coryneformer Bakterien sind beispielsweise:
Micrococcus glutamicus ATCC 14296 beschrieben in US 3,189,526 und
Micrococcus glutamicus ATCC 14297 beschrieben in US 3,189,526.

Angaben zur taxonomischen Einordnung von Stämmen dieser Gruppe von Bakterien findet man unter anderem bei Seiler (Journal of General Microbiology 129, 1433-1477 (1983)), Kinoshita (1985, Glutamic Acid Bacteria, p 115-142. In: Demain and Solomon (ed), Biology of Industrial Microorganisms. The Benjamin/Cummins Publishing Co., London, UK), Kämpfer und Kroppenstedt (Canadian Journal of Microbiology 42, 989-1005 (1996)), Liebl et al (International Journal of Systematic Bacteriology 41, 255-260 (1991)) und in der US-A-5,250,434.

Stämme mit der Bezeichnung „ATCC" können von der American Type Culture Collection (Manassas, VA, USA) bezogen werden. Stämme mit der Bezeichnung „DSM" können von der Deutschen Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen (DSMZ, Braunschweig, Deutschland) bezogen werden. Stämme mit der Bezeichnung „NRRL" können von der Agricultural Research Service Patent Culture Collection (ARS, Peoria, Illinois, US) bezogen werden. Stämme mit der Bezeichnung „FERM" können vom National Institute of Advanced Industrial Science and Technology (RIST Tsukuba Central 6, 1-1-1 Higashi, Tsukuba Ibaraki, Japan) bezogen werden.

Ein Gen oder Allel ist chemisch ein Polynukleotid. Ein anderer Begriff hierfür ist Nukleinsäure.

Das vom oxyR-Gen von Corynebacterium glutamicum kodierte Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität gehört zur Gruppe der sogenannten LysR-Typ Transkriptionsregulatoren (LTTR). Eine Übersicht über LTTR's findet man bei Schell (Annual Reviews in Microbiology 47, 597-626 (1993)).

Der OxyR-Transkriptionsregulator kann auch als OxyR-Polypeptid, OxyR-Protein oder OxyR-Regulatorprotein bezeichnet werden. Er hat die Aktivität eines DNA-Bindeproteins und bindet im Promotorbereich des dps-Gens, welches für das starvation-induced DNA protecting Protein (Dps) kodiert. Die Nukleotidsequenz des dps-Gens von Corynebacterium glutamicum ist in SEQ ID NO:23 dargestellt. Bevorzugt bindet das OxyR-Polypeptid an die Nukleotidsequenz zwischen Position 80 und 210, besonders bevorzugt zwischen 110 und 210 und ganz besonders bevorzugt an die Nukleotidsequenz zwischen Position 167 und 179 von SEQ ID NO:23.

Der Nachweis der Bindung erfolgt mit Hilfe eines Testes, der in der Fachwelt als „electrophoretic mobility shift analysis"-Test (EMSA) bekannt ist und beispielsweise bei Kerr beschrieben ist (Methods in Enzymology, 254:619-32 (1995)). Hierbei wird das zu untersuchende DNA-Fragment mittels PCR amplifiziert und durch die Verwendung von modifizierten Primern, die ein Fluorophor am 5'-Ende des Primers tragen, markiert. Als Fluorophor wird z.B. das Indocarbocyanine (Cy3) verwendet. Die markierte DNA wird mit gereinigtem OxyR-Regulatorprotein gemischt und die Wirkung der Gegenwart des Proteins auf die Mobilität des DNA-Fragments im elektrischen Feld mittels Agarosegelelektrophorese gefolgt von Fluoreszenzdetektion analysiert. Weitere methodische Details zum EMSA-Test kann man unter anderem bei Rey et al (Molecular Microbiology 56(4), 871-887 (2005) nachlesen.

Unter proteinogenen Aminosäuren versteht man im Allgemeinen die Aminosäuren, die in natürlichen Proteinen, das heißt in Proteinen von Mikroorganismen, Pflanzen, Tieren und Menschen vorkommen. Im Zusammenhang mit der vorliegenden Erfindung wird unter proteinogenen Aminosäuren die Gruppe der L-Aminosäuren, bestehend aus L-Asparaginsäure, L-Asparagin, L-Threonin, L-Serin, L-Glutaminsäure, L-Glutamin, Glycin, L-Alanin, L-Cystein, L-Valin, L-Methionin, L-Isoleucin, L-Leucin, L-Tyrosin, L-Phenylalanin, L-Histidin, L-Lysin, L-Tryptophan, L-Prolin und L-Arginin und gegebenenfalls L-Selenocystein verstanden. Zu den L-Aminosäuren gehört ebenfalls das L-Homoserin.

Die erfindungsgemäßen Mutanten scheiden bevorzugt die genannten proteinogenen Aminosäuren ausgewählt aus der Gruppe L-Lysin, L-Tryptophan, L-Prolin, L-Valin, L-Isoleucin oder L-Homoserin aus. Der Begriff Aminosäuren umfasst auch deren Salze wie beispielsweise das Lysin-Monohydrochlorid oder Lysin-Sulfat im Falle der Aminosäure L-Lysin.

Gegenstand der Erfindung sind weiterhin Mutanten coryneformer Bakterien, die ein oxyR-Allel enthalten, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, das die Aminosäuresequenz von SEQ ID NO: 2 umfasst, wobei an Position 89 eine der genannten proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthalten ist. Der Austausch von L-Alanin gegen L-Valin wird bevorzugt.

Gegenstand der Erfindung sind weiterhin Mutanten coryneformer Bakterien, die ein oxyR-Allel enthalten, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, das an der der Position 89 der Aminosäuresequenz von SEQ ID NO:2 entsprechenden Position eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin, bevorzugt jedoch L-Valin, enthält, wobei das Gen eine Nukleotidsequenz umfasst, die mit der Nukleotidsequenz eines Polynukleotids identisch ist, das durch eine Polymerasekettenreaktion (PCR) unter Verwendung eines Primerpaars erhältlich ist, deren Nukleotidsequenzen jeweils mindestens 15 aufeinanderfolgende Nukleotide umfassen, die aus der Nukleotidsequenz zwischen Position 1 und 750 von SEQ ID NO:3 oder SEQ ID NO:7 und aus der komplementären Nukleotidsequenz zwischen Position 2484 und 1732 von SEQ ID NO:3 oder SEQ ID NO:7 ausgewählt werden. Ein Beispiel für ein geeignetes Primerpaar ist in SEQ ID NO:9 und SEQ ID NO:10 dargestellt. Als Ausgangsmaterial („template”-DNA) wird chromosomale DNA coryneformer Bakterien bevorzugt, die insbesondere mit einem Mutagen behandelt worden sind. Besonders bevorzugt wird die chromosomale DNA der Gattung Corynebacterium und ganz besonders bevorzugt die der Art Corynebacterium glutamicum.

Gegenstand der Erfindung sind weiterhin Mutanten coryneformer Bakterien, die ein oxyR-Allel enthalten, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, das eine Aminosäuresequenz mit einer Länge entsprechend 327 L-Aminosäuren umfasst, wobei an Position 89 eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin, bevorzugt L-Valin, enthalten ist.

Gegenstand der Erfindung sind weiterhin Mutanten coryneformer Bakterien, die ein oxyR-Allel enthalten, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, das an Position 70 bis 108 der Aminosäuresequenz die Aminosäuresequenz entsprechend Position 70 bis 108 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 enthält. Bevorzugt enthält die Aminosäuresequenz des kodierten Polypeptids eine Aminosäuresequenz entsprechend Position 30 bis 148 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 oder Position 2 bis 188 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 oder Position 2 bis 228 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 oder Position 2 bis 268 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 oder Position 2 bis 308 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 oder Position 2 bis 324 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 oder Position 2 bis 325 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 oder Position 2 bis 326 von SEQ ID NO:6 bzw. 8, wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin anstelle L-Alanin enthalten ist. Ganz besonders bevorzugt umfasst die Länge des kodierten Polypeptids 327 Aminosäuren.

Gegenstand der Erfindung sind weiterhin Mutanten coryneformer Bakterien, die ein oxyR-Allel enthalten, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, welches an Position 89 bzw. an der entsprechenden Position der Aminosäuresequenz eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthält, wobei dem Austausch gegen L-Valin der Vorzug gegeben wird und dessen Aminosäuresequenz außerdem zu mindestens 90%, bevorzugt mindestens 92% oder mindestens 94% oder mindestens 96%, und ganz besonders bevorzugt mindestens 97% oder mindestens 98% oder mindestens 99% identisch ist mit der Aminosäuresequenz von SEQ ID NO:6 bzw. SEQ ID NO:8, wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist.

Gegenstand der Erfindung sind weiterhin Mutanten coryneformer Bakterien, die ein oxyR-Allel enthalten, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, welches an Position 89 bzw. an der entsprechenden Position der Aminosäuresequenz eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthält, wobei dem Austausch gegen L-Valin der Vorzug gegeben wird und dessen Nukleotidsequenz außerdem zu mindestens 90%, bevorzugt mindestens 92% oder mindestens 94% oder mindestens 96%, und ganz besonders bevorzugt mindestens 97% oder mindestens 98% oder mindestens 99% identisch ist mit der Nukleotidsequenz von SEQ ID NO:5, wobei gegebenenfalls an Position 731 Thymin anstelle von Cytosin enthalten ist.

Es ist bekannt, dass konservative Aminosäureaustausche die Aktivität nur unwesentlich verändern. Dementsprechend kann das in den erfindungsgemäßen Mutanten enthaltene oxyR-Allel, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, zusätzlich zu der in SEQ ID NO:6 bzw. SEQ ID NO:8 gezeigten Aminosäuresequenz einen (1) oder mehrere konservative Aminosäureaustausch(e) enthalten. Bevorzugt enthält das Polypeptid höchstens zwei (2), höchstens drei (3), höchstens vier (4) oder höchstens fünf (5) konservative Aminosäureaustausche. Gegebenenfalls ist an Position 244 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 L-Valin enthalten wie in SEQ ID NO:21 dargestellt.

Bei den aromatischen Aminosäuren spricht man von konservativen Austauschen, wenn Phenylalanin, Tryptophan und Tyrosin gegeneinander ausgetauscht werden. Bei den hydrophoben Aminosäuren spricht man von konservativen Austauschen, wenn Leucin, Isoleucin und Valin gegeneinander ausgetauscht werden. Bei den polaren Aminosäuren spricht man von konservativen Austauschen, wenn Glutamin und Asparagin gegeneinander ausgetauscht werden. Bei den basischen Aminosäuren spricht man von konservativen Austauschen, wenn Arginin, Lysin und Histidin gegeneinander ausgetauscht werden. Bei den sauren Aminosäuren spricht man von konservativen Austauschen, wenn Asparaginsäure und Glutaminsäure gegeneinander ausgetauscht werden. Bei den Hydroxyl-Gruppen enthaltenden Aminosäuren spricht man von konservativen Austauschen, wenn Serin und Threonin gegeneinander ausgetauscht werden.

Bei der Arbeit an der vorliegenden Erfindung wurde durch Vergleich der Aminosäuresequenz mit dem Clustal-Programm (Thompson et al., Nucleic Acids Research 22, 4637-4680 (1994)) festgestellt, dass die Aminosäuresequenzen der OxyR-Transkriptionsregulatoren verschiedener Bakterien wie bespielsweise Escherichia coli, Streptomyces coelicolor, Streptomyces avermitilis, Corynebacterium efficiens und Corynebacterium glutamicum ein Sequenzmotiv bestehend aus der Abfolge Leu-Gly-Val-Met/Thr/Gln-Leu-Ile/Leu-Glu-Arg-Thr/Ser-Thr/Ser-Arg-Lys-Val-Ile/Leu, ein Sequenzmotiv bestehend aus der Abfolge Ile-Pro-Thr-Val/Ala-Ala/Gly-Pro-Tyr-Ile/Leu-Leu-Pro und auch ein Sequenzmotiv bestehend aus der Abfolge Leu-Leu-Leu/Met-Leu-Glu/Asp-Glu/Asp-Gly-His-Cys-Leu-Arg/His-Asp-Gln enthalten. Die Bezeichnungen „Met/Thr/Gln", „Ile/Leu", „Thr/Ser", „Val/Ala", „Ala/Gly", „Leu/Met", „Glu/Asp", und „Arg/His" bedeuten, dass an der entsprechenden Position „Met oder Thr oder Gln", „Ile oder Leu", „Thr oder Ser", „Val oder Ala", „Ala oder Gly", „Leu oder Met", „Glu oder Asp", oder „Arg oder His" enthalten sind.

Dementsprechend sind solche Mutanten coryneformer Bakterien bevorzugt, die ein oxyR-Allel enthalten, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, welches mindestens eine Aminosäuresequenz ausgewählt aus der Gruppe Leu-Gly-Val-Met/Thr/Gln-Leu-Ile/Leu-Glu-Arg-Thr/Ser-Thr/Ser-Arg-Lys-Val-Ile/Leu, Ile-Pro-Thr-Val/Ala-Ala/Gly-Pro-Tyr-Ile/Leu-Leu-Pro und Leu-Leu-Leu/Met-Leu-Glu/Asp-Glu/Asp-Gly-His-Cys-Leu-Arg/His-Asp-Gin umfasst und an Position 89 bzw. der entsprechenden oder vergleichbaren Position der Aminosäuresequenz eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin, bevorzugt L-Valin, und gegebenenfalls L-Valin an Position 244 enthält.

Das Aminosäuresequenzmotiv Leu-Gly-Val-Met/Thr/Gln-Leu-Ile/Leu-Glu-Arg-Thr/Ser-Thr/Ser-Arg-Lys-Val-Ile/Leu ist beispielsweise in der SEQ ID NO:2 bzw. 4 oder 6 bzw. 8 von Position 50 bis 63 enthalten. Das Aminosäuresequenzmotiv Ile-Pro-Thr-Val/Ala-Ala/Gly-Pro-Tyr-Ile/Leu-Leu-Pro ist beispielsweise in der SEQ ID NO:2 bzw. 4 oder 6 bzw. 8 von Position 105 bis 114 enthalten. Das Aminosäuresequenzmotiv Leu-Leu-Leu/Met-Leu-Glu/Asp-Glu/Asp-Gly-His-Cys-Leu-Arg/His-Asp-Gln ist beispielsweise in der SEQ ID NO: 2 bzw. 4 oder 6 bzw. 8 von Position 198 bis 210 enthalten.

Gegenstand der Erfindung sind schließlich Mutanten coryneformer Bakterien, die ein oxyR-Allel enthalten, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, welches die Aminosäuresequenz von SEQ ID NO:6 bzw. SEQ ID NO:8 umfasst, wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist.

Es ist bekannt, dass durch wirtseigene Enzyme, sogenannte Aminopeptidasen, das endständige Methionin bei der Proteinsynthese entfernt wird.

Unter dem Begriff „einer zu Position 89 der Aminosäuresequenz entsprechenden Position" oder „einer zu Position 89 der Aminosäuresequenz vergleichbaren Position" versteht man die Tatsache, dass durch Insertion oder Deletion eines für eine Aminosäure kodierenden Kodons im N-terminalen Bereich (bezogen auf die Position 89 von SEQ ID NO:6 bzw. 8) des kodierten Polypeptids die Positionsangabe und Längenangabe im Falle einer Insertion formal um eine Einheit erhöht oder im Falle einer Deletion um eine Einheit verringert wird. Beispielsweise rückt durch Deletion des GAG-Kodons, das für die Aminosäure L-Glutaminsäure an Position 5 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 kodiert, das L-Valin von Position 89 an Position 88. Die Längenangabe wäre dann: 326 Aminosäuren. In gleicher Weise wird durch Insertion oder Deletion eines für eine Aminosäure kodierenden Kodons im C-terminalen Bereich (bezogen auf die Position 89) des kodierten Polypeptids die Längenangabe im Falle einer Insertion formal um eine Einheit erhöht oder im Falle einer Deletion um eine Einheit verringert. Derartige vergleichbare Positionen lassen sich durch Vergleich der Aminosäuresequenzen in Form eines „alignments" beispielsweise mit Hilfe des Clustal-Programmes leicht identifizieren.

Durch derartige Insertionen und Deletionen wird die Aktivität im Wesentlichen nicht berührt. „Im Wesentlichen nicht berührt" bedeutet, dass sich die Aktivität der genannten Varianten um maximal 10%, maximal 7,5%, maximal 5%, maximal 2,5% oder maximal 1% von der Aktivität des Polypeptids mit der Aminosäuresequenz von SEQ ID NO:6 bzw. 8 unterscheidet, wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist.

Gegenstand der Erfindung sind dementsprechend auch oxyR-Allele, die für Polypeptid-Varianten von SEQ ID NO:6 bzw. 8 kodieren, die eine oder mehrere Insertion(en) oder Deletion(en) enthalten, wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist. Bevorzugt enthält das Polypeptid maximal 5, maximal 4, maximal 3 oder maximal 2 Insertionen oder Deletionen von Aminosäuren.

Die zuvor genannten Sequenzmotive Leu-Gly-Val-Met/Thr/Gln-Leu-Ile/Leu-Glu-Arg-Thr/Ser-Thr/Ser-Arg-Lys-Val-Ile/Leu, Ile-Pro-Thr-Val/Ala-Ala/Gly-Pro-Tyr-Ile/Leu-Leu-Pro und Leu-Leu-Leu/Met-Leu-Glu/Asp-Glu/Asp-Gly-His-Cys-Leu-Arg/His-Asp-Gln werden durch derartige Insertionen/Deletionen vorzugsweise nicht zerrissen.

Zur Herstellung der erfindungsgemäßen Mutanten können klassische in-vivo Mutageneseverfahren mit Zellpopulationen coryneformer Bakterien unter Verwendung mutagener Stoffe wie beispielsweise N-Methyl-N'-Nitro-N-Nitrosoguanidin (MNNG), Ethylmethansulfonat (EMS), 5-Bromuracil oder ultraviolettes Licht verwendet werden. Mutagenesemethoden sind beispielsweise im Manual of Methods for General Bacteriology (Gerhard et al. (Eds.), American Society for Microbiology, Washington, DC, USA, 1981) oder bei Tosaka et al.(Agricultural and Biological Chemistry 42(4), 745-752 (1978)) oder bei Konicek et al. (Folia Microbiologica 33, 337-343 (1988)) beschrieben. Typische Mutagenesen unter Verwendung von MNNG umfassen Konzentrationen von 50 bis 500 mg/l oder auch höhere Konzentrationen bis zu maximal 1 g/l, eine Inkubationszeit von 1 bis 30 Minuten bei einem pH von 5,5 bis 7,5. Unter diesen Bedingungen wird die Zahl der lebensfähigen Zellen um einen Anteil von ca. 50% bis 90% oder ca. 50% bis 99% oder ca. 50% bis 99,9% oder mehr reduziert.

Aus der mutagenisierten Zellpopulation werden Mutanten bzw. Zellen entnommen und vermehrt. Vorzugsweise wird in einem weiteren Schritt deren Fähigkeit untersucht, in einer Satzkultur (batch) unter Verwendung eines geeigneten Nährmediums Aminosäuren, bevorzugt L-Lysin, L-Tryptophan, L-Prolin, L-Valin, L-Isoleucin oder L-Homoserin auszuscheiden. Geeignete Nährmedien und Testbedingungen sind unter anderem in der US 6,221,636, in der US 5,840,551, in der US 5,770,409, in der US 5,605,818, in der US 5,275,940 und in der US 4,224,409 beschrieben. Bei Verwendungen von geeigneten Roboteranlagen, wie beispielsweise bei Zimmermann et al. (VDI Berichte Nr. 1841, VDI-Verlag, Düsseldorf, Deutschland 2004, 439-443) oder Zimmermann (Chemie Ingenenieur Technik 77 (4), 426-428 (2005)) beschrieben, können zahlreiche Mutanten in kurzer Zeit untersucht werden. Im Allgemeinen werden maximal 3.000, maximal 10.000, maximal 30.000 oder auch maximal 60.000 Mutanten gegebenenfalls auch mehr untersucht. Auf diese Weise werden Mutanten identifiziert, die im Vergleich zum Elternstamm bzw. nicht mutagenisierten Ausgangsstamm vermehrt Aminosäuren in das Nährmedium oder in das Zellinnere ausscheiden. Dazu gehören beispielsweise solche Mutanten, deren Aminosäuresekretion um mindestens 0,5% erhöht ist.

Anschließend wird aus den Mutanten DNA bereitgestellt, bzw. isoliert und mit Hilfe der Polymerase-Kettenreaktion unter Verwendung von Primerpaaren, die die Amplifizierung des oxyR-Gens bzw. des erfindungsgemäßen oxyR-Allels oder der erfindungsgemäßen Mutation an Position 89 erlauben, das entsprechende Polynukleotid synthetisiert. Vorzugsweise wird die DNA aus solchen Mutanten isoliert, die in erhöhter Weise Aminosäuren ausscheiden.

Hierzu können beliebige Primerpaare aus der stromaufwärts und stromabwärts der erfindungsgemäßen Mutation gelegenen Nukleotidsequenz und der dazu komplementären Nukleotidsequenz ausgewählt werden. Ein Primer eines Primerpaares umfasst hierbei bevorzugt mindestens 15, mindestens 18, mindestens 20, mindestens 21 oder mindestens 24 aufeinanderfolgende Nukleotide ausgewählt aus der Nukleotidsequenz zwischen Position 1 und 1014 von SEQ ID NO:3 oder SEQ ID NO:7. Der dazugehörige zweite Primer eines Primerpaares umfasst mindestens 15, mindestens 18, mindestens 20, mindestens 21 oder mindestens 24 aufeinanderfolgende Nukleotide ausgewählt aus der komplementären Nukleotidsequenz von Position 2484 und 1018 von SEQ ID NO:3 oder SEQ ID NO:7.

Ist die Amplifikation der Kodierregion gewünscht, so wird das Primerpaar vorzugsweise aus der Nukleotidsequenz zwischen Position 1 und 750 von SEQ ID NO:3 oder SEQ ID NO:7 und aus der komplementären Nukleotidsequenz zwischen Position 2484 und 1732 von SEQ ID NO:3 oder SEQ ID NO:7 ausgewählt. Ein geeignetes Primerpaar ist beispielsweise das unter SEQ ID NO:9 und SEQ ID NO:10 wiedergegebene Primerpaar oxyR_XL_A1 und oxyR_XL_E1.

Ist die Amplifikation eines Teils der Kodierregion, wie beispielsweise in SEQ ID NO:17 und 18 dargestellt, erwünscht, so wird das Primerpaar vorzugsweise aus der Nukleotidsequenz zwischen Position 751 und 1014 oder zwischen Position 1 und 1014 von SEQ ID NO:3 oder SEQ ID NO:7 und aus der komplementären Nukleotidsequenz zwischen Position 1731 und 1018 oder 2484 und 1018 von SEQ ID NO:3 oder SEQ ID NO:7 ausgewählt. Der Primer kann überdies mit Erkennungsstellen für Restriktionsenzyme, mit einer Biotin-Gruppe oder weiteren Accessoirs, wie sie im Stand der Technik beschrieben sind, ausgerüstet sein. Die Gesamtlänge des Primers beträgt im Allgemeinen maximal 30, 40, 50 oder 60 Nukleotide.

Für die Herstellung von Polynukleotiden durch Amplifikation ausgewählter Sequenzen, wie dem erfindungsgemäßen oxyR-Allel, aus vorgelegter, beispielsweise chromosomaler DNA („template-DNA") durch Amplifikation mittels PCR, werden im Allgemeinen thermostabile DNA-Polymerasen eingesetzt. Beispiele derartiger DNA-Polymerasen sind die Taq-Polymerase aus Thermus aquaticus, die unter anderem von der Firma Qiagen (Hilden, Deutschland) vertrieben wird, die Vent-Polymerase aus Thermococcus litoralis, die unter anderem von der Firma New England Biolabs (Frankfurt, Deutschland) vertrieben wird oder die Pfu-Polymerase aus Pyrococcus furiosus, die unter anderem von der Firma Stratagene (La Jolla, USA) vertrieben wird. Bevorzugt werden Polymerasen mit „proof-reading"-Aktivität. „proof-reading"-Aktivität bedeutet, dass diese Polymerasen in der Lage sind, fehlerhaft eingebaute Nukleotide zu erkennen und den Fehler durch erneute Polymerisation zu beheben (Lottspeich und Zorbas, Bioanalytik, Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg, Deutschland (1998)). Beispiele für Polymerasen mit „proof-reading"-Aktivität sind die Vent-Polymerase und die Pfu-Polymerase.

Die Bedingungen im Reaktionsansatz werden nach Angaben des Herstellers eingestellt. Die Polymerasen werden vom Hersteller im Allgemeinen zusammen mit dem gebräuchlichen Puffer geliefert, welcher üblicherweise Konzentrationen von 10 – 100 mM Tris/HCl und 6 – 55 mM KCl bei pH 7,5 – 9,3 aufweist. Magnesiumchlorid wird in einer Konzentration von 0,5 – 10 mM zugesetzt, falls es nicht in dem vom Hersteller gelieferten Puffer enthalten ist. Dem Reaktionsansatz werden weiterhin Desoxynucleosidtriphosphate in einer Konzentration von 0,1 – 16,6 mM zugesetzt. Die Primer werden im Reaktionsansatz mit einer Endkonzentration von 0,1 – 3 μM vorgelegt und die Template-DNA im optimalen Fall mit 102 bis 105 Kopien. Es können auch 106 bis 107 Kopien eingesetzt werden. Die entsprechende Polymerase wird dem Reaktionsansatz in einer Menge von 2-5 Units zugegeben. Ein typischer Reaktionsansatz hat ein Volumen von 20 – 100 μl.

Als weitere Zusätze können der Reaktion Rinderserumalbumin, Tween-20, Gelatine, Glycerin, Formamid oder DMSO beigesetzt werden (Dieffenbach und Dveksler, PCR Primer – A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor Laboratory Press, USA 1995).

Ein typischer PCR-Verlauf besteht aus drei unterschiedlichen, sich aufeinanderfolgend wiederholenden Temperaturstufen. Vorab wird die Reaktion mit einer Temperaturerhöhung auf 92°C – 98°C für 4 bis 10 Minuten gestartet, um die vorgelegte DNA zu denaturieren. Dann folgen sich wiederholend zuerst ein Schritt zur Denaturierung der vorgelegten DNA von 10 – 60 Sekunden bei ungefähr 92-98°C, dann ein Schritt zum Binden der Primer an die vorgelegte DNA von 10 – 60 Sekunden bei einer bestimmten, von den Primern abhängigen Temperatur („Annealing-Temperatur"), die erfahrungsgemäß bei 50°C bis 60°C liegt und sich für jedes Primerpaar einzeln berechnen läßt. Genaue Informationen dazu findet der Fachmann bei Rychlik et al. (Nucleic Acids Research 18 (21): 6409-6412). Anschließend folgt ein Synthese-Schritt zur Verlängerung der vorgelegten Primer („Extension") bei dem jeweils für die Polymerase angegebenen Aktivitätsoptimum, üblicherweise je nach Polymerase im Bereich von 73°C bis 67°C bevorzugt 72°C bis 68°C. Die Dauer dieses Extensionschrittes hängt von der Leistungsfähigkeit der Polymerase und Länge des zu amplifizierenden PCR-Produktes ab. In einer typischen PCR dauert dieser Schritt 0,5 – 8 Minuten, bevorzugt 2 – 4 Minuten. Diese drei Schritte werden 30 bis 35 mal, gegebenenfalls bis zu 50 mal wiederholt. Ein abschließender „Extension"-Schritt von 4 – 10 Minuten beendet die Reaktion. Die auf diese Weise hergestellten Polynukleotide werden auch als Amplifikate bezeichnet; der Begriff Nukleinsäurefragment ist ebenfalls gebräuchlich.

Weitere Anleitungen und Informationen zur PCR findet der Fachmann beispielsweise im Handbuch „PCR-Strategies" (Innfis, Felfand und Sninsky, Academic Press, Inc., 1995), im Handbuch von Diefenbach und Dveksler „PCR Primer – a laboratory manual” (Cold Spring Harbor Laboratory Press,1995), im Handbuch von Gait „Oligonukleotide synthesis: A Practical Approach" (IRL Press, Oxford, UK, 1984) und bei Newton und Graham „PCR” (Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg, Deutschland, 1994).

Die Nukleotidsequenz wird anschließend beispielsweise nach dem Kettenabbruchverfahren von Sauger et al. (Proceedings of the National Academies of Sciences, U.S.A., 74, 5463-5467 (1977)) mit den von Zimmermann et al. (Nucleic Acids Research 18, 1067pp (1990)) angegebenen Modifikationen bestimmt und das von dieser Nukleotidsequenz kodierte Polypeptid insbesondere bezüglich der Aminosäuresequenz analysiert. Dazu wird die Nukleotidsequenz in ein Programm zur Übersetzung von DNA-Sequenz in eine Aminosäuresequenz eingegeben. Geeignete Programme sind beispielsweise das Programm „Patentin", das bei Patentämtern, beispielsweise dem US-Patentamt (USPTO) erhältlich ist, oder das „Translate Tool", das auf dem ExPASy Proteomics Server im World Wide Web (Gasteiger et al., Nucleic Acids Research 31, 3784-3788 (2003)) verfügbar ist.

Auf diese Weise werden Mutanten identifiziert, deren oxyR-Allele für Polypeptide mit OxyR-Transkriptionsregulator Enzymaktivität kodieren, welche an Position 89 der Aminosäuresequenz, bzw. der entsprechenden oder vergleichbaren Position, eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthalten. Bevorzugt wird der Austausch gegen L-Valin.

Gegebenenfalls wird das gesamte Chromosom der Mutante bestimmt. Hierbei kann die von Margulies et al. (Nature, 437(7057): 376-380 (2005)) und Velicer et al. (Proceedings of the National Academy of Sciences, U.S.A., 103(21), 8107-8112 (2006)) beschriebene Methode, die unter dem Stichwort "pyro-sequencing" in der Fachwelt bekannt ist und eine rasche Sequenzierung kompletter Genome ermöglicht, eingesetzt werden.

Gegenstand der Erfindung ist dementsprechend eine Mutante eines coryneformen Bakteriums, dadurch gekennzeichnet, dass diese durch folgende Schritte erhältlich ist:

  • a) Behandlung eines coryneformen Bakteriums, das die Fähigkeit besitzt Aminosäuren auszuscheiden, mit einem mutagenen Agenz,
  • b) Isolierung und Vermehrung der in a) erzeugten Mutante,
  • c) vorzugsweise Bestimmung der Fähigkeit der Mutante in einem Medium mindestens 0,5% mehr Aminosäure auszuscheiden oder im Zellinneren anzureichern als das in a) eingesetzte coryneforme Bakterium (Ausgangsstamm),
  • d) Bereitstellung von Nukleinsäure aus der in b) erhaltenen Mutante,
  • e) Herstellung eines Nukleinsäuremoleküls (bzw. Amplifikates oder Nukleinsäurefragments) unter Verwendung der Polymerasekettenreaktion, der Nukleinsäure aus d), und eines Primerpaares bestehend aus einem ersten Primer umfassend mindestens 15 aufeinanderfolgende Nukleotide ausgewählt aus der Nukleotidsequenz zwischen Position 1 und 1014, bevorzugt 1 bis 750 von SEQ ID NO:3 oder SEQ ID NO:7 und einem zweitem Primer umfassend mindestens 15 aufeinanderfolgende Nukleotide ausgewählt aus der komplementären Nukleotidsequenz zwischen Position 2484 und 1018, bevorzugt 2484 und 1732 von SEQ ID NO:3 oder 7,
  • f) Bestimmung der Nukleotidsequenz des in e) erhaltenen Nukleinsäuremoleküls, und Bestimmung der kodierten Aminosäuresequenz,
  • g) gegebenfalls Vergleich der in f) bestimmten Aminosäuresesequenz mit SEQ ID NO:6 bzw. 8, wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist, und
  • h) Identifizierung einer Mutante, die ein Polynukleotid enthält, das für ein Polypeptid kodiert, welches an Position 89 oder an vergleichbarer Position eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin, bevorzugt L-Valin, und welches gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthält.

Die auf diese Weise erzeugten Mutanten enthalten typischerweise eine (1) Kopie des beschriebenen oxyR-Allels.

In der SEQ ID NO:5 ist beispielhaft die Kodierregion des oxyR-Allels einer erfindungsgemäßen Mutante wiedergegeben. Die Kodierregion des Wildtypgens ist als SEQ ID NO:1 wiedergegeben. SEQ ID NO:1 enthält an Position 265 die Nukleobase Guanin, an Position 266 die Nukleobase Cytosin und an Position 267 die Nukleobase Cytosin. SEQ ID NO:1 enthält somit von Position 265 bis 267 das für die Aminosäure L-Alanin kodierende GCC Kodon. SEQ ID NO:5 enthält an Position 266 die Nukleobase Thymin. Durch diese Cytosin zu Thymin Transition entsteht an Position 265 bis 267 das für die Aminosäure L-Valin kodierende GTC Kodon.

Darüber hinaus können die in SEQ ID NO: 5 bzw. 7 oder SEQ ID NO:21 dargestellten Nukleotidsequenzen weitere Basenaustausche enthalten, die sich durch die Mutagenesebehandlung ergeben haben, sich jedoch nicht in einer veränderten Aminosäuresequenz äußern. Derartige Mutationen werden in der Fachwelt auch als stille oder neutrale Mutationen bezeichnet. Diese stillen Mutationen können ebenfalls in dem für die Mutagenesebehandlung eingesetzten coryneformen Bakterium bereits enthalten sein.

Die für die Mutagenese verwendeten coryneformen Bakterien besitzen bevorzugt bereits die Fähigkeit, die gewünschte Aminosäure in das/die sie umgebende Nährmedium bzw. Fermentationsbrühe auszuscheiden oder im Zellinneren anzureichern.

L-Lysin produzierende coryneforme Bakterien besitzen typischerweise eine „feed back" resistente bzw. desensibilisierte Aspartatkinase. Unter „feed back" resistenten Aspartatkinasen versteht man Aspartatkinasen (LysC), die im Vergleich zur Wildform eine geringere Empfindlichkeit gegenüber der Hemmung durch Mischungen von Lysin und Threonin oder Mischungen von AEC (Aminoethylcystein) und Threonin oder Lysin allein oder AEC allein aufweisen. Die für diese desensibilisierten Aspartatkinasen kodierenden Gene bzw. Allele werden auch als lysCFBR-Allele bezeichnet. Im Stand der Technik sind zahlreiche lysCFBR-Allele beschrieben, die für Aspartatkinasevarianten kodieren, welche Aminosäureaustausche im Vergleich zum Wildtypprotein besitzen. Die Kodierregion des Wildtyp lysC-Gens von Corynebacterium glutamicum entsprechend der Zugangsnummer AX756575 der NCBI Datenbank ist in SEQ ID NO:11 und das von diesem Gen kodierte Polypeptid in SEQ ID NO:12 dargestellt.

Die für die Maßnahmen der Erfindung eingesetzten L-Lysin produzierenden coryneformen Bakterien verfügen bevorzugt über ein lysC-Allel, das für eine Aspartatkinasevariante kodiert, welche die Aminosäuresequenz von SEQ ID NO:12 besitzt, wobei diese eine oder mehrere der Aminosäureaustausche ausgewählt aus der Gruppe:
LysC A279T (Austausch von L-Alanin an Position 279 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID NO: 12 gegen L-Threonin; siehe US 5,688,671 und Zugangsnummern E06825, E06826, E08178 und I74588 bis I74597),
LysC A279V (Austausch von L-Alanin an Position 279 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID NO: 12 gegen L-Valin; siehe JP 6-261766 und Zugangsnummer E08179),
LysC L297Q (Austausch von L-Leucin an Position 297 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID NO: 12 gegen L-Glutamin; siehe DE 102006026328,
LysC S301F (Austausch von L-Serin an Position 301 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID NO: 12 gegen L-Phenylalanin; siehe US 6,844,176 und Zugangsnummer E08180),
LysC S301Y (Austausch von L-Serin an Position 301 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID NO: 12 gegen L-Tyrosin; siehe Kalinowski et al. (Molecular and General Genetics 224, 317-324 (1990)) und Zugangsnummer X57226),
LysC T308I (Austausch von L-Threonin an Position 308 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID NO: 12 gegen L-Isoleucin; siehe JP 6-261766 und Zugangsnummer E08181)
LysC T311I (Austausch von L-Threonin an Position 311 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID NO: 12 gegen L-Isoleucin; siehe WO 00/63388 und US 6,893,848),
LysC S317A (Austausch von L-Serin an Position 317 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID NO: 12 gegen L-Alanin; siehe US 5,688,671 und Zugangsnummer 174589), LysC R320G (Austausch von L-Arginin an Position 320 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID NO: 12 gegen Glycin; siehe Jetten et al. (Applied Microbiology and Biotechnology 43, 76-82 (995)) und Zugangsnummer L27125),
LysC G345D (Austausch von Glycin an Position 345 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID NO: 12 gegen L-Asparaginsäure; siehe Jetten et al. (Applied Microbiology and Biotechnology 43, 76-82 (995)) und Zugangsnummer L16848),
LysC T380I (Austausch von L-Threonin an Position 890 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID 12: 10 gegen L-Isoleucin; siehe WO 01/49854 und Zugangsnummer AX192358), und
LysC S381F (Austausch von L-Serin an Position 891 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID NO: 12 gegen L-Phenylalanin; siehe EP 0435132)
umfasst.

Besonders bevorzugt werden das lysCFBR-Allel lysC T311I (Austausch von Threonin an Position 311 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID NO: 12 gegen Isoleucin) und ein lysCFBR-Allel enthaltend mindestens einen Austausch ausgewählt aus der Gruppe A279T (Austausch von Alanin an Position 279 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID NO: 12 gegen Threonin), S381F (Austausch von Serin an Position 891 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID NO: 12 gegen Phenylalanin) und S317A (Austausch von Serin an Position 317 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID NO: 12 gegen Alanin).

Ganz besonders bevorzugt wird das lysCFBR-Allel lysC T311I (Austausch von Threonin an Position 311 des kodierten Aspartatkinaseproteins gemäß SEQ ID NO: 12 gegen Isoleucin).

Der Stamm DSM 16833 (PCT/EP2005/012417) besitzt ein lysCFBR-Allel, das für ein Aspartatkinaseprotein kodiert, welches den Aminosäureaustausch T311I enthält.

Der Stamm NRRL B-11474 (US 4,275,157) besitzt ein lysCFBR-Allel, das für ein Aspartatkinaseprotein kodiert, welches die Aminosäureaustausche A279T und S381F enthält.

Nach der oben beschriebenen Art und Weise wurde, ausgehend von Stamm DSM 16833, eine als DM1914 bezeichnete Mutante isoliert, die ein oxyR-Allel enthält, das für ein Polypeptid kodiert, bei dem an Position 89 der Aminosäuresequenz L-Valin enthalten ist. Die Nukleotidsequenz der Kodierregion des oxyR-Allels der Mutante DM1915 ist als SEQ ID NO:5 und die Aminosäuresequenz des kodierten Polypeptids als SEQ ID NO:6 bzw. 8 dargestellt.

Weiterhin wurde nach der oben beschriebenen Art und Weise eine Mutante isoliert, die an Position 89 von SEQ ID NO:2 L-Valin anstelle L-Alanin und außerdem an Position 244 von SEQ ID NO:2 L-Valin anstelle L-Alanin enthält. Die Nukleotidsequenz des oxyR-Allels dieser Mutante ist als SEQ ID NO:21 und die Aminosäuresequenz des kodierten Polypeptids als SEQ ID NO:22 dargestellt.

Darüberhinaus können L-Lysin ausscheidende coryneforme Bakterien verwendet werden, die Eigenschaften besitzen, wie sie aus dem Stand der Technik bekannt sind.

L-Tryptophan produzierende coryneforme Bakterien besitzen typischerweise eine „feed back" resistente bzw. desensibilisierte Anthranilatsynthase. Unter „feed back" resistenter Anthranilatsynthase (TrpE) versteht man Anthranilatsynthasen, die im Vergleich zur Wildform eine um mindestens 5 bis 10%, oder mindestens 10% bis 15% oder mindestens 10% bis 20% geringere Empfindlichkeit gegenüber der Hemmung durch Tryptophan oder 5-Fluorotryptophan (Matsui et al., Journal of Bacteriology 169 (11): 5330 – 5332(1987)) oder ähnliche Analoga aufweisen. Die für diese desensibilisierten Anthranilatsynthasen kodierenden Gene bzw. Allele werden auch als trpEFBR-Allele bezeichnet. Beispiele für derartige Mutanten bzw. Allele sind beispielsweise in der US 6180373 und EP0338474 beschrieben.

L-Prolin produzierende coryneforme Bakterien besitzen unter anderem eine γ-Glutamylkinase (Profi), welche an Aminosäureposition 149 oder vergleichbarer Position eine andere proteinogene Aminosäure aufweist als Glycin, vorzugsweise L-Asparaginsäure (WO06066758).

L-Valin produzierende coryneforme Bakterien besitzen typischerweise eine „feed back" resistente bzw. desensibilisierte Acetolactat Synthase (Acetohydroxyacid Synthase; EC Nr. 2.2.1.6).

Unter „feed back" resistenter Acetolactat Synthase versteht man eine Acetolactat Synthase die im Vergleich zur Wildform eine geringere Empfindlichkeit gegenüber der Hemmung durch eine oder mehrere der Aminosäuren ausgewählt aus der Gruppe L-Valin, L-Isoleucin und L-Leucin, bevorzugt L-Valin aufweist.

Die Acetolactat Synthase (IlvB, IlvN) von Corynebacterium besteht aus einer sogenannten großen vom ilvB-Gen kodierten Untereinheit und einer sogenannten kleinen vom ilvN-Gen kodierten Untereinheit (Keilhauer et al., Journal of Bacteriology 175(17), 5595-5603 (1993)). In der WO 05/003357 und bei Elisakova et al. (Applied and Environmental Microbiology 71(1):207-13 (2005)) wird von Varianten der IlvN-Untereinheit berichtet, die der Acetolactat Synthase Resistenz gegenüber L-Valin, L-Isoleucin und L-Leucin verleihen. Eine Variante enthält an Position 21 der Aminosäuresequenz L-Asparaginsäure anstelle von L-Isoleucin (IlvN I21D) und an Position 22 L-Phenylalanin anstelle von L-Isoleucin (IlvN I22F). Die zweite Variante enthält an Position 20 der Aminosäuresequenz L-Asparaginsäure anstelle Glycin (Ilv G20D), an Position 21 der Aminosäuresequenz L-Asparaginsäure anstelle von L-Isoleucin (IlvN 121D) und an Position 22 L-Phenylalanin anstelle von L-Isoleucin (IlvN I22F).

L-Isoleucin produzierende coryneforme Bakterien besitzen typischerweise eine „feed back" resistente bzw. desensibilisierte Threonin-Dehydratase (= Threonin-Deaminase).

Unter „feed back" resistenter Threonin-Dehydratase versteht man eine Threonin-Dehydratase (EC Nr. 4.3.1.19), die im Vergleich zur Wildform eine geringere Empfindlichkeit gegenüber der Hemmung durch L-Isoleucin aufweist. Die für diese desensibilisierten Threonindehydratase kodierenden Gene bzw. Allele werden auch als ilvAFBR-Allele bezeichnet.

Die Kodierregion des Wildtyp ilvA-Gens von Corynebacterium glutamicum entsprechend den Zugangsnummern L01508 und NC 006958 der NCBI Datenbank ist in SEQ ID NO:13 und das von diesem Gen kodierte Polypeptid in SEQ ID NO:14 dargestellt.

Die in der US 6,107,063 und bei Morbach et al. (Applied and Environmental Microbiology 61 (12), 4315-4320 (1995)) beschriebenen Threonindehydratasevarianten enthalten einen oder mehrere der Aminosäureaustausche ausgewählt aus der Gruppe:
IlvA M199V (Austausch von L-Methionin an Position 199 des kodierten Threonindehydrataseproteins gemäß SEQ ID NO: 14 gegen L-Valin; siehe US 6,107,063),
IlvA A257G (Austausch von L-Alanin an Position 257 des kodierten Threonindehydrataseproteins gemäß SEQ ID NO: 14 gegen L-Arginin; siehe US 6,107,063),
IlvA H278R (Austausch von L-Histidin an Position 278 des kodierten Threonindehydrataseproteins gemäß SEQ ID NO: 14 gegen L-Arginin; siehe US 6,107,063),
IlvA V323A(Austausch von L-Valin an Position 323 des kodierten Threonindehydrataseproteins gemäß SEQ ID NO: 14 gegen L-Alanin; siehe Morbach et al.),
IlvA L351S (Austausch von L-Leucin an Position 351 des kodierten Threonindehydrataseproteins gemäß SEQ ID NO: 14 gegen L-Serin; siehe US 6,107,063)
IlvA D378G(Austausch von L-Asparaginsäure an Position 378 des kodierten Threonindehydrataseproteins gemäß SEQ ID NO: 14 gegen Glycin; siehe Morbach et al.)

Die erhaltenen Mutanten zeigen eine im Vergleich zum eingesetzten Ausgangsstamm bzw. Elternstamm erhöhte Ausscheidung bzw. Produktion der gewünschten Aminosäure in einem Fermentationsprozess.

Gegenstand der Erfindung ist ebenfalls ein isoliertes Polynukleotid, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, welches an Position 89 bzw. an einer entsprechenden oder vergleichbaren Position der Aminosäuresequenz eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthält, wobei der Austausch gegen L-Valin bevorzugt ist.

Das erfindungsgemäße Polynukleotid kann aus einer erfindungsgemäßen Mutante isoliert werden.

Weiterhin können für die Mutagenese des oxyR-Gens in-vitro Methoden eingesetzt werden. Bei der Verwendung von in-vitro Methoden werden isolierte Polynukleotide, welche ein oxyR-Gen eines coryneformen Bakteriums, vorzugsweise das im Stand der Technik beschriebene Wildtyp-Gen von Corynebacterium glutamicum, enthalten, einer mutagenen Behandlung unterzogen.

Bei den isolierten Polynukleotiden kann es sich beispielsweise um isolierte Gesamt-DNA bzw. chromosomale DNA oder auch um Amplifikate des oxyR-Gens handeln, die mit Hilfe der Polymerasekettenreaktion (PCR) hergestellt wurden. Derartige Amplifikate werden auch als PCR-Produkte bezeichnet. Anleitungen zur Amplifikation von DNA-Sequenzen mit Hilfe der Polymerase-Kettenreaktion findet der Fachmann unter anderem im Handbuch von Gait: Oligonucleotide Synthesis: A Practical Approach (IRL Press, Oxford, UK, 1984) und bei Newton und Graham: PCR (Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg, Deutschland, 1994). Es ist ebenfalls möglich, das zu mutagenisierende oxyR-Gen zunächst in einen Vektor, beispielsweise in einen Bakteriophagen oder in ein Plasmid einzubauen.

Geeignete Methoden für die in-vitro Mutagenese sind unter anderem die Behandlung mit Hydroxylamin nach Miller (Miller, J. H.: A Short Course in Bacterial Genetics. A Laboratory Manual and Handbook for Escherichia coli and OxyRated Bacteria, Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, 1992), die Verwendung mutagener Oligonukleotide (T. A. Brown: Gentechnologie für Einsteiger, Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg, 1993 und R. M. Horton: PCR-Mediated Recombination and Mutagenesis, Molecular Biotechnology 3, 93-99 (1995)) und der Einsatz einer Polymerasekettenreaktion unter Verwendung einer DNA-Polymerase, die eine hohe Fehlerquote aufweist. Eine derartige DNA-Polymerase ist beispielsweise die Mutazyme DNA Polymerase (GeneMorph PCR Mutagenesis Kit, Nr.600550) der Firma Stratagene (LaJolla, CA, USA).

Weitere Anleitungen und Übersichten zur Erzeugung von Mutationen in-vivo oder in-vitro können dem Stand der Technik und bekannten Lehrbüchern der Genetik und Molekularbiologie wie z.B. dem Lehrbuch von Knippers („Molekulare Genetik", 6. Auflage, Georg Thieme Verlag, Stuttgart, Deutschland, 1995), dem von Winnacker („Gene und Klone", VCH Verlagsgesellschaft, Weinheim, Deutschland, 1990) oder dem von Hagemann („Allgemeine Genetik", Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 1986) entnommen werden.

Gegenstand der Erfindung ist weiterhin ein isoliertes Polynukleotid, dass für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, welches die Aminosäuresequenz von SEQ ID NO:2 umfasst, wobei an Position 89 der Aminosäuresequenz eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthalten ist. Bevorzugt wird der Austausch gegen L-Valin. Gegebenenfalls ist an Position 244 L-Valin enthalten.

Gegenstand der Erfindung ist weiterhin ein isoliertes Polynukleotid, dass für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, welches eine Aminosäuresequenz mit einer Länge von 327 Aminoäuren umfasst und wobei an Position 89 eine der proteinogenen L-Aminosäuren ausgenommen L-Alanin, vorzugsweise L-Valin, enthalten ist.

Gegenstand der Erfindung ist weiterhin ein isoliertes Polynukleotid, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator Enzymaktivität kodiert, das an Position 70 bis 108 der Aminosäuresequenz die Aminosäuresequenz entsprechend Position 70 bis 108 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 enthält. Bevorzugt enthält die Aminosäuresequenz des kodierten Polypeptids eine Aminosäuresequenz entsprechend Position 30 bis 148 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 oder Position 2 bis 188 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 oder Position 2 bis 228 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 oder Position 2 bis 268 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 oder Position 2 bis 308 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 oder Position 2 bis 324 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 oder Position 2 bis 325 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 oder Position 2 bis 326 von SEQ ID NO:6 bzw. 8, wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin anstelle L-Alanin enthalten ist. Ganz besonders bevorzugt umfasst die Länge des kodierten Polypeptids 327 Aminosäuren.

Gegenstand der Erfindung ist weiterhin ein isoliertes Polynukleotid, dass für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, welches an Position 89 der Aminosäuresequenz bzw. einer entsprechenden oder vergleichbaren Position eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin, bevorzugt L-Valin, enthält und das eine Nukleotidsequenz umfasst, welche mit der Nukleotidsequenz eines Polynukleotids identisch ist, das durch eine Polymerasekettenreaktion (PCR) unter Verwendung des Primerpaars erhältlich ist, deren Nukleotidsequenzen jeweils mindestens 15 aufeinanderfolgende Nukleotide umfassen, die aus der Nukleotidsequenz zwischen Position 1 und 1014, bevorzugt zwischen Position 1 und 750, von SEQ ID NO:3 oder SEQ ID NO:7 und aus der komplementären Nukleotidsequenz zwischen Position 2484 und 1018, bevorzugt zwischen Position 2484 und 1732, von SEQ ID NO:3 oder SEQ ID NO:7 ausgewählt werden. Ein Beispiel für ein derartiges Primerpaar ist in SEQ ID NO:9 und SEQ ID NO:10 dargestellt. Als Ausgangsmaterial („template”-DNA) wird chromosomale DNA coryneformer Bakterien bevorzugt, die insbesondere mit einem Mutagen behandelt worden sind. Besonders bevorzugt wird die chromosomale DNA der Gattung Corynebacterium und ganz besonders bevorzugt die der Art Corynebacterium glutamicum.

Gegenstand der Erfindung ist weiterhin ein isoliertes Polynukleotid, das mit der zu SEQ ID NO:5 komplementären Nukleotidsequenz unter stringenten Bedingungen hybridisiert und für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, welches an Position 89 der Aminosäuresequenz bzw. einer entsprechenden oder vergleichbaren Position eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin, bevorzugt L-Valin und gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthält.

Anleitungen zur Hybridisierung von Nukleinsäuren bzw. Polynukleotiden findet der Fachmann unter anderem im Handbuch "The DIG System Users Guide for Filter Hybridization" der Firma Boehringer Mannheim GmbH (Mannheim, Deutschland, 1993) und bei Liebt et al. (International Journal of Systematic Bacteriology 41: 255-260 (1991)). Die Hybridisierung findet unter stringenten Bedingungen statt, das heißt, es werden nur Hybride gebildet, bei denen die Sonde d. h. ein Polynukleotid umfassend die zu SEQ ID NO:5 komplementäre Nukleotidsequenz und die Zielsequenz, d. h. die mit der Sonde behandelten bzw. identifizierten Polynukleotide, mindestens 90% identisch sind. Es ist bekannt, dass die Stringenz der Hybridisierung einschließlich der Waschschritte durch Variieren der Pufferzusammensetzung, der Temperatur und der Salzkonzentration beeinflusst bzw. bestimmt wird. Die Hybridisierungsreaktion wird im Allgemeinen bei relativ niedriger Stringenz im Vergleich zu den Waschschritten durchgeführt (Hybaid Hybridisation Guide, Hybaid Limited, Teddington, UK, 1996).

Für die Hybridisierungsreaktion kann beispielsweise ein Puffer entsprechend 5×SSC-Puffer bei einer Temperatur von ca. 50°C – 68°C eingesetzt werden. Dabei können Sonden auch mit Polynukleotiden hybridisieren, die weniger als 90% Identität zur Nukleotidequenz der eingesetzten Sonde aufweisen. Solche Hybride sind weniger stabil und werden durch Waschen unter stringenten Bedingungen entfernt. Dies kann beispielsweise durch Senken der Salzkonzentration auf 2×SSC und gegebenenfalls nachfolgend 0,5×SSC (The DIG System User's Guide for Filter Hybridisation, Boehringer Mannheim, Mannheim, Deutschland, 1995) erreicht werden, wobei eine Temperatur von ca. 50°C – 68°C, ca. 52°C – 68°C, ca. 54°C – 68°C, ca. 56°C – 68°C, ca. 58°C – 68°C, ca. 60°C – 68°C, ca. 62°C – 68°C, ca. 64°C – 68°C, ca. 66°C – 68°C eingestellt wird. Temperaturbereiche von ca. 64°C – 68°C oder ca. 66°C – 68°C werden bevorzugt. Es ist gegebenenfalls möglich, die Salzkonzentration bis auf eine Konzentration entsprechend 0,2×SSC oder 0,1×SSC zu senken. Gegebenenfalls enthält der SSC-Puffer Natriumdodecylsulfat (SDS) in einer Konzentration von 0,1%. Durch schrittweise Erhöhung der Hybridisierungstemperatur in Schritten von ca. 1 – 2°C von 50°C auf 68°C können Polynukleotidfragmente isoliert werden, die mindestens 90% oder mindestens 91%, bevorzugt mindestens 92% oder mindestens 93% oder mindestens 94% oder mindestens 95% oder mindestens 96% und ganz besonders bevorzugt mindestens 97% oder mindestens 98% oder mindestens 99% Identität zur Sequenz bzw. komplementären Sequenz der eingesetzten Sonde besitzen und für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodieren, welches den erfindungsgemäßen Aminosäureaustausch enthält. Die Nukleotidsequenz des auf diese Weise erhaltenen Polynukleotids wird mit bekannten Methoden bestimmt. Weitere Anleitungen zur Hybridisierung sind in Form sogenannter Kits am Markt erhältlich (z.B. DIG Easy Hyb von der Firma Roche Diagnostics GmbH, Mannheim, Deutschland, Catalog No. 1603558). Die so erhaltenen Nukleotidsequenzen kodieren für Polypeptide mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität, die mindestens 90% bevorzugt mindestens 92% oder mindestens 94% oder mindestens 96%, und ganz besonders bevorzugt mindestens 97% oder mindestens 98% oder mindestens 99% identisch sind mit der Aminosäuresequenz von SEQ ID NO:6 bzw. SEQ ID NO:8 und den erfindungsgemäßen Aminosäureaustausch enthalten und wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist.

Gegenstand der Erfindung ist weiterhin ein isoliertes Polynukleotid, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, welches an Position 89 bzw. einer entsprechenden oder vergleichbaren Position der Aminosäuresequenz eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthält, wobei dem Austausch gegen L-Valin der Vorzug gegeben wird, und das eine Aminosäuresequenz umfasst, die außerdem zu mindestens 90%, bevorzugt mindestens 92% oder mindestens 94% oder mindestens 96%, und ganz besonders bevorzugt mindestens 97% oder mindestens 98% oder mindestens 99% identisch ist mit der Aminosäuresequenz von SEQ ID NO:6 bzw. SEQ ID NO:8, wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist.

Gegenstand der Erfindung ist weiterhin ein isoliertes Polynukleotid, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, welches an Position 89 bzw. einer entsprechenden oder vergleichbaren Position der Aminosäuresequenz eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthält, wobei dem Austausch gegen L-Valin der Vorzug gegeben wird, und das eine Nukleotidsequenz umfasst, die außerdem zu mindestens 90%, bevorzugt mindestens 92% oder mindestens 94% oder mindestens 96%, und ganz besonders bevorzugt mindestens 97% oder mindestens 98% oder mindestens 99% identisch ist mit der Nukleotidsequenz von SEQ ID NO:5, wobei gegebenenfalls an Position 731 Thymin enthalten ist.

Darüberhinaus sind solche isolierten Polynukleotide bevorzugt, die für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodieren, welches an Position 89 der Aminosäuresequenz bzw. einer entsprechenden oder vergleichbaren Position eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin, bevorzugt L-Valin, enthält und die mindestens ein Sequenzmotiv bzw. eine Aminosäuresequenz ausgewählt aus der Gruppe Leu-Gly-Val-Met/Thr/Gln-Leu-Ile/Leu-Glu-Arg-Thr/Ser-Thr/Ser-Arg-Lys-Val-Ile/Leu, Ile-Pro-Thr-Val/Ala-Ala/Gly-Pro-Tyr-Ile/Leu-Leu-Pro und Leu-Leu-Leu/Met-Leu-Glu/Asp-Glu/Asp-Gly-His-Cys-Leu-Arg/His-Asp-Gln enthalten.

Die Bezeichnungen „Met/Thr/Gln", „Ile/Leu", „Thr/Ser", „Val/Ala", „Ala/Gly", „Leu/Met", „Glu/Asp", und „Arg/His" bedeuten, dass an der entsprechenden Position „Met oder Thr oder Gin", „Ile oder Leu", „Thr oder Ser", „Val oder Ala", „Ala oder Gly", „Leu oder Met", „Glu oder Asp", oder „Arg oder His" enthalten sind.

Gegenstand der Erfindung ist weiterhin ein isoliertes Polynukleotid, dass für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator Enzymaktivität kodiert, welches die Aminosäuresequenz von SEQ ID NO:6 bzw. 8 umfasst, wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist. Gegebenenfalls enthält das kodierte Polypeptid einen (1) oder mehrere konservative Aminosäuraustausch(e). Bevorzugt enthält das Polypeptid höchstens zwei (2), höchstens drei (3), höchstens vier (4) oder höchstens fünf (5) konservative Aminosäureaustausche.

Gegenstand der Erfindung ist weiterhin ein isoliertes Polynukleotid, dass für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, welches die Aminosäuresequenz von SEQ ID NO:6 bzw. 8 einschließlich einer Verlängerung am N- oder C-Terminus um mindestens eine (1) Aminosäure umfasst. Diese Verlängerung beträgt nicht mehr als 50, 40, 30, 20, 10, 5, 3 oder 2 Aminosäuren bzw. Aminosäurereste. Gegebenenfalls ist an Position 244 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 L-Valin enthalten.

Gegenstand der Erfindung sind schließlich auch oxyR-Allele, die für Polypeptid Varianten von SEQ ID NO:6 bzw. 8 kodieren, wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Glutaminsäure enthalten ist, die eine oder mehrere Insertionen oder Deletionen enthalten. Bevorzugt enthalten diese maximal 5, maximal 4, maximal 3 oder maximal 2 Insertionen oder Deletionen von Aminosäuren. Die Sequenzmotive Leu-Gly-Val-Met/Thr/Gln-Leu-Ile/Leu-Glu-Arg-Thr/Ser-Thr/Ser-Arg-Lys-Val-Ile/Leu, Ile-Pro-Thr-Val/Ala-Ala/Gly-Pro-Tyr-Ile/Leu-Leu-Pro und Leu-Leu-Leu/Met-Leu-Glu/Asp-Glu/Asp-Gly-His-Cys-Leu-Arg/His-Asp-Gln werden durch derartige Insertionen/Deletionen vorzugsweise nicht zerrissen.

Gegenstand der Erfindung ist weiterhin ein isoliertes Polynukleotid, das die Nukleotidsequenz gemäß SEQ ID NO:5 oder SEQ ID NO:7 oder SEQ ID NO:21 umfasst.

Gegenstand der Erfindung ist schließlich ein isoliertes Polynukleotid enthaltend das oxyR-Allel der Mutante DM1914.

Gegenstand der Erfindung ist außerdem ein isoliertes Polynukleotid, das einen Teil der Kodierregion eines erfindungsgemäßen oxyR-Allels umfasst, wobei das isolierte Polynukleotid in jedem Fall den Teil der Kodierregion umfasst, der den Aminosäureaustausch an der Position 89 der Aminosäuresequenz des kodierten Polypeptids enthält.

Insbesondere ist ein Nukleinsäure-Molekül bzw. DNA-Fragment umfasst, das für mindestens eine Aminosäuresequenz entsprechend Position 70 bis 108 von SEQ ID NO:2, oder das für mindestens eine Aminosäuresequenz entsprechend Position 30 bis 148 von SEQ ID NO:2, oder das für mindestens eine Aminosäuresequenz entsprechend Position 2 bis 188 von SEQ ID NO:2, oder das für mindestens eine Aminosäuresequenz entsprechend Position 2 bis 228 von SEQ ID NO:2, oder das für mindestens eine Aminosäuresequenz entsprechend Position 2 bis 268 von SEQ ID NO:2, oder das für mindestens eine Aminosäuresequenz entsprechend Position 2 bis 308 von SEQ ID NO:2 kodiert, oder das für mindestens eine Aminosäuresequenz entsprechend Position 2 bis 324 von SEQ ID NO:2 kodiert, oder das für mindestens eine Aminosäuresequenz entsprechend Position 2 bis 325 von SEQ ID NO:2 kodiert, oder das für mindestens eine Aminosäuresequenz entsprechend Position 2 bis 326 kodiert, wobei an der Position entsprechend 89 von SEQ ID NO:2 eine der proteinogenen Aminsäuren ausgenommen L-Alanin, bevorzugt L-Valin, enthalten ist und wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist.

Ein Beispiel eines erfindungsgemäßen Leserasters umfassend ein Polynukleotid, das für mindestens die Aminosäuresequenz von Position 70 bis 108 entsprechend SEQ ID NO:2 kodiert, wobei an der Position entsprechend 89 der Aminosäuresequenz eine der proteinogenen Aminosäuren (Xaa) ausgenommen L-Alanin enthalten ist, ist nachfolgend aufgeführt:

Es ist ebenfalls als SEQ ID NO:17 dargestellt. Die von diesem Leseraster kodierte Aminosäuresequenz ist als SEQ ID NO:18 dargestellt. Die Position 20 in SEQ ID NO:18 entspricht der Position 89 von SEQ ID NO:2, 4, 6 bzw. 8.

Bevorzugt werden Nukleinsäuremoleküle die für mindestens eine Aminosäuresequenz entsprechend Position 70 bis 108 von SEQ ID NO:6 bzw. 8, oder mindestens entsprechend Position 30 bis 148 von SEQ ID NO: 6 bzw. 8, oder mindestens entsprechend Position 2 bis 188 von SEQ ID NO: 6 bzw. 8, oder mindestens entsprechend Position 2 bis 228 von SEQ ID NO: 6 bzw. 8, oder mindestens entsprechend Position 2 bis 268 von SEQ ID NO: 6 bzw. 8, oder mindestens entsprechend Position 2 bis 308 von SEQ ID NO: 6 bzw. 8 kodiert, oder mindestens entsprechend Position 2 bis 324 von SEQ ID NO: 6 bzw. 8 kodiert, oder mindestens entsprechend Position 2 bis 325 von SEQ ID NO: 6 bzw. 8 kodiert, oder mindestens entsprechend Position 2 bis 326 von SEQ ID NO: 6 bzw. 8 kodieren, wobei gegebenenfalls an Position 244 L-Valin enthalten ist.

Ein Beispiel eines erfindungsgemäßen Leserasters umfassend ein Polynukleotid, das für mindestens die Aminosäuresequenz entsprechend Position 70 bis 108 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 kodiert, ist nachfolgend aufgeführt:

Das Leseraster ist ebenfalls als SEQ ID NO:19 dargestellt. SEQ ID NO:20 zeigt die von diesem Leseraster kodierte Aminosäuresequenz. Die Position 20 in SEQ ID NO:20 entspricht der Position 89 von SEQ ID NO:2, 4, 6 bzw. 8.

Ganz besonders bevorzugt werden Nukleinsäuremoleküle, die mindestens eine Nukleotidsequenz entsprechend Position 958 bis 1074 von SEQ ID NO:7, oder mindestens eine Nukleotidsequenz entsprechend Position 838 bis 1194 von SEQ ID NO: 7, oder mindestens eine Nukleotidsequenz entsprechend Position 718 bis 1314 von SEQ ID NO:7, oder mindestens eine Nukleotidsequenz entsprechend Position 598 bis 1434 von SEQ ID NO:7, oder mindestens eine Nukleotidsequenz entsprechend Position 478 bis 1554 von SEQ ID NO:7, oder mindestens eine Nukleotidsequenz entsprechend Position 358 bis 1674 von SEQ ID NO:7, oder mindestens eine Nukleotidsequenz entsprechend Position 310 bis 1722 von SEQ ID NO:7, oder mindestens eine Nukleotidsequenz entsprechend Position 307 bis 1725 von SEQ ID NO:7, oder mindestens eine Nukleotidsequenz entsprechend Position 303 bis 1728 von SEQ ID NO:7, umfassen, wobei gegebenenfalls an Position 731 Thymin enthalten ist.

Die erfindungsgemäßen Leseraster, wie sie beispielhaft in SEQ ID NO:17 und 19 als Nukleotidsequenz und in SEQ ID NO:18 und SEQ ID NO:20 in Form der kodierten Aminosäuresequenz gezeigt sind, können darüberhinaus eine oder mehrere Mutationen enthalten, die zu einem oder mehreren konservativen Aminosäureaustauschen führen. Bevorzugt führen die Mutationen zu maximal 4%, zu maximal 2% oder zu maximal 1% konservativen Aminosäureaustauschen. Weiterhin können die erfindungsgemäßen Leseraster eine oder mehrere stille Mutationen enthalten. Bevorzugt enthalten die erfindungsgemäßen Leseraster höchstens 4% und besonders bevorzugt höchstens 2% bis höchstens 1% stille Mutationen.

Die erfindungsgemäßen, isolierten Polynukleotide können dazu verwendet werden, um rekombinante Stämme von Mikroorganismen herzustellen, die im Vergleich zum Ausgangs- bzw. Elternstamm in verbesserter Weise Aminosäuren in das sie umgebende Medium abgeben oder im Zellinneren anhäufen.

Eine verbreitete Methode zum Einbau von Mutationen in Gene coryneformer Bakterien ist die des Allelaustausches, die auch unter der Bezeichnung „gene replacement" bekannt ist. Bei diesem Verfahren wird ein DNA-Fragment, welches die interessierende Mutation enthält, in den gewünschten Stamm eines coryneformen Bakteriums transferiert und die Mutation durch wenigstens zwei Rekombinationsereignisse bzw. „cross over"-Ereignisse in das Chromosom des gewünschten Stammes inkorporiert bzw. die im betreffenden Stamm vorhandene Sequenz eines Gens gegen die mutierte Sequenz ausgetauscht.

Von Schwarzer und Pühler (Bio/Technology 9, 84-87 (1991)) wurde diese Methode verwendet um ein lysA-Allel, welches eine Deletion trug, und ein lysA-Allel, welches eine Insertion trug, in das Chromosom von C. glutamicum anstelle des Wildtypgens einzubauen. Von Schäfer et al. (Gene 145, 69-73 (1994)) wurde diese Methode eingesetzt, um eine Deletion in das hom-thrB Operon von C. glutamicum einzubauen. Von Nakagawa et al. (EP 1108790) und Ohnishi et al. (Applied Microbiology and Biotechnology 58(2), 217-223 (2002)) wurde diese Methode eingesetzt, um verschiedene Mutationen ausgehend von den isolierten Allelen in das Chromosom von C. glutamicum einzubauen. Auf diese Weise gelang es Nakagawa et al. eine als Val59Ala bezeichnete Mutation in das Homoserin-Dehydrogenase-Gen (hom), eine als Thr311Ile bezeichnete Mutation in das Aspartatkinase-Gen (lysC bzw. ask), eine als Pro458Ser bezeichnete Mutation in das Pyruvat-Carboxylase-Gen (pyc) und eine als Ala213Thr bezeichnete Mutation in das Glucose-6-phoshat-Dehydrogenase-Gen (zwf) von C. glutamicum Stämmen einzubauen.

Für ein erfindungsgemäßes Verfahren kann ein erfindungsgemäßes Polynukleotid verwendet werden, welches die gesamte Kodierregion umfasst, wie beispielsweise in SEQ ID NO:5 oder SEQ ID NO:21 gezeigt, oder welches einen Teil der Kodierregion umfasst, wie beispielsweise die Nukleotidsequenz, die für mindestens die Aminosäuresequenz entsprechend Position 70 bis 108 von SEQ ID NO:6 bzw. 8 kodiert und die als SEQ ID NO:17 und 18 dargestellt sind. Der Teil der Kodierregion entsprechend SEQ ID NO:17 und 18 umfasst eine Länge von ≥ 117 Nukleobasen. Bevorzugt werden solche Teile von SEQ ID NO:7, die mindestens die Sequenz zwischen Position 1194 und 838 aufweisen und dementsprechend eine Länge von ≥ 357 Nukleobasen besitzen. Besonders bevorzugt werden solche Teile von SEQ ID NO:7, die mindestens die Sequenz zwischen Position 1314 und 718 aufweisen und dementsprechend eine Länge von ≥ 597 Nukleobasen besitzen. Ganz besonders bevorzugt werden solche Teile von SEQ ID NO:7, die mindestens die Sequenz zwischen Position 1434 und 598 aufweisen und dementsprechend eine Länge von ≥ 837 Nukleobasen besitzen.

Das DNA-Fragment enthaltend die interessierende Mutation liegt bei dieser Methode typischerweise in einem Vektor, insbesondere einem Plasmid, vor, das vorzugsweise von dem mit der Mutation zu versehenden Stamm nicht oder nur begrenzt repliziert wird. Als Hilfs- oder Zwischenwirt, in dem der Vektor replizierbar ist, wird im Allgemeinen ein Bakterium der Gattung Escherichia bevorzugt der Spezies Escherichia coli verwendet.

Beispiele für derartige Plasmidvektoren sind die von Schäfer et al. (Gene 145, 69-73 (1994)) beschriebenen pK*mob und pK*mobsacB Vektoren, wie beispielsweise pK18mobsacB, und die in der WO 02/070685 und WO 03/014362 beschriebenen Vektoren. Diese sind in Escherichia coli aber nicht in coryneformen Bakterien replikativ. Besonders geeignet sind Vektoren, die ein konditional negativ dominant wirkendes Gen wie beispielsweise das sacB-Gen (Levansucrase-Gen) von beispielsweise Bacillus oder das galK-Gen (Galaktosekinase-Gen) von beispielsweise Escherichia coli enthalten. (Unter einem konditional negativ dominant wirkenden Gen versteht man ein Gen, das unter bestimmten Bedingungen nachteilig beispielsweise toxisch für den Wirt ist, unter anderen Bedingungen aber keine negativen Auswirkungen auf den das Gen tragenden Wirt hat.) Diese ermöglichen die Selektion auf Rekombinationsereignisse, bei denen der Vektor aus dem Chromosom eliminiert wird. Weiterhin wurde von Nakamura et al. (US-A-6,303,383) ein Temperatur-sensitives Plasmid für coryneforme Bakterien beschrieben, das lediglich bei Temperaturen unterhalb von 31°C replizieren kann.

Der Vektor wird anschließend durch Konjugation beispielsweise nach der Methode von Schäfer (Journal of Bacteriology 172, 1663-1666 (1990)) oder Transformation beispielsweise nach der Methode von Dunican und Shivnan (Bio/Technology 7, 1067-1070 (1989)) oder der Methode von Thierbach et al. (Applied Microbiology and Biotechnology 29, 356-362 (1988)) in das coryneforme Bakterium transferiert. Gegebenenfalls kann der Transfer der DNA auch durch Partikelbeschuss erzielt werden.

Nach homologer Rekombination mittels eines ersten, Integration bewirkenden "cross-over"-Ereignisses und eines geeigneten zweiten, eine Exzision bewirkenden "cross-over"-Ereignisses im Zielgen bzw. in der Zielsequenz erreicht man den Einbau der Mutation und erhält ein rekombinantes Bakterium.

Zur Identifizierung und Charakterisierung der erhaltenen Stämme können unter anderem die Methoden der Southern Blotting Hybridisierung, der Polymerase-Kettenreaktion, der Sequenzbestimmung, die Methode des „Fluorescence Resonance Energy Transfer" (FREY) (Lay et al. Clinical Chemistry 43, 2262-2267 (1997)) oder Methoden der Enzymologie eingesetzt werden.

Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist dementsprechend ein Verfahren zur Herstellung eines coryneformen Bakteriums, bei dem man

  • a) ein erfindungsgemäßes Polynukleotid in ein coryneformes Bakterium transferiert,
  • b) das im Chromosom des coryneformen Bakteriums vorhandene oxyR-Gen, das für eine Aminosäuresequenz mit L-Prolin an Position 89 oder an einer vergleichbaren Position der Aminosäuresequenz kodiert, gegen das Polynukleotid aus a) austauscht, das für eine Aminosäuresequenz kodiert, die an der Position 89 oder an einer vergleichbaren Position der Aminosäuresequenz eine andere proteinogene L-Aminosäure, vorzugsweise L-Valin, besitzt, und
  • c) das gemäß Schritt a) und b) erhaltene coryneforme Bakterium vermehrt.

Auf diese Weise erhält man ein rekombinantes coryneformes Bakterium, welches anstelle des Wildtyp oxyR-Gens ein (1) erfindungsgemäßes oxyR-Allel enthält.

Ein weiteres erfindungsgemäßes Verfahren zur Herstellung eines Mikroorganismus besteht darin, dass man

  • a) ein erfindungsgemäßes Polynukleotid, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, in einen Mikrorganismus transferiert,
  • b) das Polynukleotid in dem Mikroorganismus repliziert, und
  • c) den gemäß Schritt a) und b) erhaltenen Mikroorganismus vermehrt.

Auf diese Weise erhält man einen rekombinanten Mikroorganismus, welcher mindestens eine (1) Kopie oder mehrere Kopien eines erfindungsgemäßen Polynukleotids enthält, das für einen OxyR-Transkriptionsregulator kodiert, der an Position 89 oder einer vergleichbaren Position der Aminosäuresequenz des kodierten Polypeptids, eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthält, wobei der Austausch gegen L-Valin bevorzugt wird.

Weitere Gegenstände der Erfindung sind dementsprechend Wirte bzw. Wirtszellen, bevorzugt Mikroorganismen, besonders bevorzugt coryneforme Bakterien und Bakterien der Gattung Escherichia, die die erfindungsgemäßen Polynukleotide enthalten. Gegenstand der Erfindung sind gleichfalls Mikrorganismen, die unter Verwendung der isolierten Polynukleotide hergestellt wurden. Derartige Mikroorganismen oder Bakterien werden auch als rekombinante Mikroorganismen oder rekombinante Bakterien bezeichnet. In gleicher Weise sind Vektoren, die die erfindungsgemäßen Polynukleotide enthalten, Gegenstand der Erfindung. Schließlich sind Wirte, die diese Vektoren enthalten, ebenfalls Gegenstand der Erfindung.

Die erfindungsgemäßen, isolierten Polynukleotide können ebenfalls zur Erzielung einer Überexpression der von ihnen kodierten Polypeptide verwendet werden.

Unter Überexpression versteht man allgemein eine Erhöhung der intrazellulären Konzentration oder Aktivität einer Ribonukleinsäure, eines Proteins oder eines Enzyms. Im Falle der vorliegenden Erfindung werden oxyR-Allele bzw. Polynukleotide überexprimiert, die für OxyR-Transkriptionsregulatoren kodieren, die an Position 89 der Aminosäuresequenz des kodierten Polypeptids eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthalten, wobei der Austausch gegen L-Valin bevorzugt wird.

Es ist bekannt, dass durch wirtseigene Enzyme – sogenannte Aminopeptidasen – N-terminale Aminosäuren, insbesondere das N-terminale Methionin, vom gebildeten Polypeptid abgespalten werden können.

Die genannte Erhöhung der Konzentration oder Aktivität eines Genproduktes lässt sich beispielsweise dadurch erzielen, dass man die Kopienzahl der entsprechenden Polynukleotide um mindestens eine Kopie erhöht.

Eine weit verbreitete Methode zur Erhöhung der Kopienzahl besteht darin, dass man das entsprechende Gen oder Allel in einen Vektor, bevorzugt ein Plasmid, einbaut, der von einem coryneformen Bakterium repliziert wird. Geeignete Plasmidvektoren sind beispielsweise pZ1 (Menkel et al., Applied and Environmental Microbiology (1989) 64: 549-554) oder die von Tauch et al. (Journal of Biotechnology 99, 79-91 (2002)) beschriebenen pSELF-Vektoren. Ein Übersichtsartikel zum Thema Plasmide in Corynebacterium glutamicum findet sich bei Tauch et al. (Journal of Biotechnology 104, 27-40 (2003)).

Eine andere verbreitete Methode zur Erzielung einer Überexpression ist das Verfahren der chromosomalen Genamplifikation. Bei dieser Methode wird mindestens eine zusätzliche Kopie des interessierenden Gens oder Allels in das Chromosom eines coryneformen Bakteriums eingefügt.

In einer Ausführungsform, wie sie beispielsweise bei Reinscheid et al. (Applied and Environmental Microbiology 60, 126-132 (1994)) für das hom-thrB-Operon beschrieben ist, wird ein in C. glutamicum nicht-replikatives Plasmid, welches das interessierende Gen enthält, in ein coryneformes Bakterium transferiert. Nach homologer Rekombination mittels eines „cross over"-Ereignisses enthält der resultierende Stamm mindestens zwei Kopien des betreffenden Gens bzw. Allels.

In einer anderen Ausführungsform, die in der WO 03/040373 und US-2003-0219881-A1 beschrieben ist, wird eine oder mehrere Kopie(n) des interessierenden Gens mittels mindestens zweier Rekombinationsereignisse in einen gewünschten Ort des Chromosoms von C. glutamicum eingefügt. Auf diese Weise wurde beispielsweise eine Kopie eines lysC-Allels, das für eine L-Lysin insensitive Aspartatkinase kodiert, in das gluB-Gen von C. glutamicum eingebaut.

In einer weiteren Ausführungsform, die in der WO 03/014330 und US-2004-0043458-A1 beschrieben ist, wird mittels mindestens zweier Rekombinationsereignisse am natürlichen Ort mindestens eine weitere Kopie, vorzugsweise in tandem-Anordnung zu dem bereits vorhandenen Gen oder Allel, des interessierenden Gens eingebaut. Auf diese Weise wurde beispielsweise eine tandem-Duplikation eines lysCFBR-Allels am natürlichen lysC-Genort erzielt.

Schließlich ist es möglich die Kopienzahl mit Hilfe von Transposons und IS-Elementen zu erhöhen (Siehe: US 5,804,414 oder US 5,591,577).

Eine weitere Methode zur Erzielung einer Überexpression besteht darin, das entsprechende Gen bzw. Allel in funktioneller Weise (operably linked) mit einem Promotor bzw. einer Expressionskassette zu verknüpfen. Geeignete Promotoren für Corynebacterium glutamicum sind beispielsweise in dem Übersichtsartikel von Patek et al. (Journal of Biotechnology 104(1-3), 311-323 (2003) beschrieben. In gleicher Weise können die von Vasicova et al. (Journal of Bacteriology 181, 6188-6191 (1999)) beschriebenen Varianten des dapA-Promotors, beispielsweise der Promotor A25 eingesetzt werden. Weiterhin kann der gap-Promotor von Corynebacterium glutamicum (EP 06007373) verwendet werden. Schließlich können die hinlänglich bekannten, von Amann et al. (Gene 69(2), 301-315 (1988)) und Amann und Brosius (Gene 40(2-3), 183-190 (1985)) beschriebenen Promotoren T3, T7, SP6, M13, lac, tac und trc verwendet werden. Ein derartiger Promotor kann beispielsweise stromaufwärts des oxyR-Allels, typischerweise im Abstand von ungefähr 1 – 500 Nukleotiden vom Startkodon, eines rekombinanten coryneformen Bakteriums eingefügt werden, welches anstelle der an Position 89 natürlicherweise vorhanden Aminosäure L-Prolin eine andere proteinogene Aminsäure enthält. Ein derartiger Promotor kann naturgemäß ebenfalls stromaufwärts der Kodierregion des oxyR-Allels einer erfindungsgemäßen Mutante eingefügt werden. Es ist weiterhin möglich ein erfindungsgemäßes isoliertes Polynukleotid, das für eine erfindungsgemäße Variante des OxyR-Transkriptionsregulators kodiert, mit einem Promotor zu verknüpfen und die erhaltene Expressionseinheit in ein extrachromosomal replizierendes Plasmid oder in das Chromosom eines coryneformen Bakteriums einzubauen.

Darüberhinaus kann die Promotor- und Regulationsregion oder die Ribosomenbindungsstelle, die sich stromaufwärts des Strukturgens befindet, mutiert werden. Durch Maßnahmen zur Verlängerung der Lebensdauer der mRNA wird ebenfalls die Expression verbessert. Weiterhin wird durch Verhinderung des Abbaus des Enzymproteins ebenfalls die Enzymaktivität verstärkt. Alternativ kann weiterhin eine Überexpression des betreffenden Gens oder Allels durch Veränderung der Medienzusammensetzung und Kulturführung erreicht werden.

Durch die Maßnahmen der Überexpression wird die Aktivität oder Konzentration des entsprechenden Proteins im Allgemeinen um mindestens 10%, 25%, 50%, 75%, 100%, 150%, 200%, 300%, 400% oder 500%, maximal bis 1000% oder 2000%, bezogen auf die Aktivität oder Konzentration des Proteins im Ausgangs-Mikroorganismus bzw. Elternstamm erhöht. Unter einem Ausgangs-Mikroorganismus oder Elternstamm versteht man einen Mikroorganismus, an dem die Maßnahmen der Erfindung durchgeführt werden.

Die Konzentration des Proteins kann über 1- und 2-dimensionale Proteingelauftrennung und anschließende optische Identifizierung der Proteinkonzentration mit enstprechender Auswertesoftware im Gel bestimmt werden. Eine gebräuchliche Methode zur Präparation der Proteingele bei coryneformen Bakterien und zur Identifizierung der Proteine ist die von Hermann et al. (Electrophoresis, 22:1712-23 (2001)) beschriebene Vorgehensweise. Die Proteinkonzentration kann ebenfalls durch Western-Blot-Hybridisierung mit einem für das nachzuweisende Protein spezifischen Antikörper (Sambrook et al., Molecular cloning: a laboratory manual. 2nd Ed. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, N.Y., 1989) und anschließender optischer Auswertung mit ensprechender Software zur Konzentrationsbestimmung (Lohaus und Meyer (1998) Biospektrum 5:32-39; Lottspeich, Angewandte Chemie 38: 2630-2647 (1999)) bestimmt werden.

Gegenstand der Erfindung sind dementsprechend Verfahren zur Überexpression der erfindungsgemäßen OxyR-Transkriptionsregulatoren. Ein erfindungsgemäßes Verfahren zur Überexpression besteht unter anderem darin, dass man die Kopienzahl eines erfindungsgemäßen Polynukleotids, das für eine OxyR-Transkriptionsregulator Variante kodiert, bei der an Position 89 oder der entsprechenden Position der kodierten Aminosäuresequenz eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin enthalten ist, um mindestens eine (1) oder um mehrere Kopien erhöht. Ein weiteres erfindungsgemäßes Verfahren besteht darin, dass man einen Promotor funktionell mit dem Polynukleotid verknüpft.

Gegenstand der Erfindung sind weiterhin Mikroorganismen, die eine erhöhte Konzentration oder Aktivität der erfindungsgemäßen OxyR-Transkriptionsregulator Varianten in ihrem Zellinneren aufweisen.

Zusätzlich kann es für die erhöhte Produktion von L-Aminosäuren vorteilhaft sein, in den erfindungsgemäßen Mutanten oder rekombinanten Stämmen verschiedene Gene zu überexprimieren. Die Verwendung endogener Gene wird im Allgemeinen bevorzugt.

Unter „endogenen Genen" oder „endogenen Nukleotidsequenzen" versteht man die in der Population einer Art vorhandenen Gene bzw. Nukleotidsequenzen oder Allele.

So kann für die Herstellung von L-Lysin eines oder mehrere der Gene, ausgewählt aus der Gruppe

  • • ein für ein Dihydrodipicolinat-Synthase (DapA, EC Nr. 4.2.1.52) kodierendes Gen dapA, wie beispielsweise das in der EP 0 197 335 beschriebene dapA-Gen des Wildtyps von Corynebacterium glutamicum,
  • • ein für eine Diaminopimelat-Decarboxylase (LysA, EC Nr. 4.1.1.20) kodierendes lysA-Gen, wie beispielsweise das in in der US 6,090,597 beschriebene lysA-Gen von Corynebacterium glutamicum ATCC13869,
  • • ein für eine Glucose-6-Phosphat Dehydrogenase (Zwf, EC Nr. 1.1.1.49) kodierendes Gen zwf, wie beispielsweise das in der JP-A-09224661 und EP-A-1108790 beschriebene zwf-Gen des Wildtyps von Corynebacterium glutamicum,
  • • die in der US-2003-0175911-A1 beschriebenen zwf-Allele von Corynebacterium glutamicum, die für ein Protein mit Glucose-6-Phosphat Dehydrogenase Aktivität kodieren, bei dem beispielsweise das L-Alanin an Position 243 der Aminosäuresequenz durch L-Threonin ersetzt ist oder bei dem die L-Asparaginsäure an Position 245 durch L-Serin ersetzt ist,
  • • ein für eine Pyruvat-Carboxylase (Pyc, EC Nr. 6.4.1.1) kodierendes Gen pyc, wie beispielsweise das in der DE-A-198 31 609 und EP 1108790 beschriebene pyc-Gen des Wildtyps von Corynebacterium glutamicum,
  • • das für das in der EP 1 108 790 beschriebene pyc-Allel von Corynebacterium glutamicum, das für ein Protein mit Pyruvat-Carboxylase Aktivität kodiert, bei dem L-Prolin an Position 458 der Aminosäuresequenz durch L-Serin ersetzt ist,
  • • die in der WO 02/31158 und insbesondere EP1325135B1 beschriebene pyc-Allele von Corynebacterium glutamicum, die für Proteine mit Pyruvat-Carboxylase Aktivität kodieren, welche einen oder mehrere der Aminosäureaustausche ausgewählt aus der Gruppe L-Valin an Position 1 ersetzt durch L-Methionin, L-Glutaminsäure an Position 153 ersetzt durch L-Asparaginsäure, L-Alanin an Position 182 ersetzt durch L-Serin, L-Alanin an Position 206 ersetzt durch L-Serin, L-Histidin an Position 227 ersetzt durch L-Arginin, L-Alanin an Position 455 ersetzt durch Glycin und L-Asparaginsäure an Position 1120 ersetzt durch L-Glutaminsäure tragen
  • • ein für eine Aspartatkinase (LysC, EC Nr. 2.7.2.4) kodierendes lysC-Gen wie beispielsweise das als SEQ ID NO:281 in der EP-A-1108790 (Siehe auch Zugangsnummer AX120085 und 120365) und das als SEQ ID NO:25 in der WO 01/00843 (Siehe Zugangsnummer AX063743) beschriebene von lysC-Gen des Wildtyps von Corynebacterium glutamicum,
  • • ein für eine feed-back resistente Aspartatkinase Variante kodierendes lysCFBR Allel, insbesondere entsprechend Tabelle 1,
  • • ein für ein Lysin-Export-Protein (LysE) kodierendes Gen lysE, wie beispielsweise das in der DE-A-195 48 222beschriebene lysE-Gen von des Wildtyps Corynebacterium glutamicum,
  • • das für eine Aspartat-Aminotransferase (Aat, EC Nr. 2.6.1.1) kodierende aat-Gen (Das aat-Gen von Corynebacterium glutamicum ATCC13032 ist beispielsweise bei Kalinowski et al. (Journal of Biotechnology 104 (1-3), 5-25 (2003); siehe auch Zugangsnummer NC_006958) beschrieben. Es wird dort als aspB-Gen bezeichnet. In der US 6,004,773 wird ein für eine Aspartat-Aminotransferase kodierendes Gen als aspC bezeichnet. Marienhagen et al (Journal of Bacteriology 187 (22), 7693-7646 (2005) bezeichnen das aat-Gen als aspT-Gen.)),
  • • das für das Zwal-Protein kodierende Gen zwal des Wildtyps von Corynebacterium glutamicum (US 6,632,644) überexprimiert werden.

Weiterhin kann es für die Produktion von L-Lysin vorteilhaft sein, neben der Verwendung der erfindungsgemäßen Allele des oxyR-Gens gleichzeitig, gegebenenfalls bei gleichzeitiger Überexpression von mindestens einem der Gene ausgewählt aus der vorstehend genannten Gruppe von Genen, eines oder mehrere der endogenen Gene, ausgewählt aus der Gruppe

  • • ein für die Glucose-6-Phosphat-Isomerase (Pgi, EC Nr. 5.3.1.9) kodierendes Gen pgi, wie beispielsweise das in der US 6,586,214 und US 6,465,238 beschriebene pgi-Gen von Corynebacterium glutamicum,
  • • ein für die Homoserin-Dehydrogenase(Hom, EC Nr. 1.1.1.3) kodierendes Gen hom, wie beispielsweise das in der EP-A-0131171 beschriebene hom-Gen von Corynebacterium glutamicum,
  • • ein für die Homoserin-Kinase (ThrB, EC Nr. 2.7.1.39) kodierendes Gen thrB, wie beispielsweise das von Peoples et al. (Molecular Microbiology 2 (1988): 63 – 72) beschriebene thrB-Gen von Corynebacterium glutamicum und
  • • ein für die Phosphofruktokinase(PfkB, EC Nr. 2.7.1.56) kodierendes Gen pfkB, wie beispielsweise das in der WO 01/00844 (Sequenz Nr. 57) beschriebene pfkB-Gen von Corynebacterium glutamicum,
  • • ein für die Malat-Dehydrogenase (Mdh, EC Nr. 1.1.1.37) kodierendes Gen mdh, wie beispielsweise in der WO 02/02778 beschrieben,
  • • ein für die Malat-Chinon Oxidoreduktase (Mqo, EC Nr. 1.1.99.16) kodierendes Gen mqo, wie beispielsweise in der US 7,094,106 und PCT/EP2005/057216 beschrieben
abzuschwächen oder auszuschalten.

Der Begriff „Abschwächung" beschreibt in diesem Zusammenhang die Verringerung oder Ausschaltung der intrazellulären Aktivität eines oder mehrerer Enzyme (Proteine) in einem Mikroorganismus, die durch die entsprechende DNA kodiert werden, indem man beispielsweise einen schwachen Promotor verwendet oder ein Gen bzw. Allel verwendet, das für ein entsprechendes Enzym mit einer niedrigen Aktivität kodiert bzw. das entsprechende Gen oder Enzym (Protein) inaktiviert und gegebenenfalls diese Maßnahmen kombiniert.

Durch die Maßnahmen der Abschwächung wird die Aktivität oder Konzentration des entsprechenden Proteins im Allgemeinen auf 0 bis 75%, 0 bis 50%, 0 bis 25%, 0 bis 10% oder 0 bis 5% der Aktivität oder Konzentration des Wildtyp-Proteins, bzw. der Aktivität oder Konzentration des Proteins im Ausgangs-Mikroorganismus, herabgesenkt.

Als Mutationen zur Erzeugung einer Abschwächung kommen Transitionen, Transversionen, Insertionen und Deletionen von mindestens einem (1) Basenpaar bzw. Nukleotid in Betracht. In Abhängigkeit von der Wirkung des durch die Mutation hervorgerufenen Aminosäureaustausches auf die Enzymaktivität wird von Fehlsinnmutationen („missense mutations") oder Nichtsinnmutationen („nonsense mutations") gesprochen. Die Fehlsinnmutation führt zu einem Austausch einer gegebenen Aminosäure in einem Protein gegen eine andere, wobei es sich insbesondere um einen nicht-konservativen Aminosäureaustausch handelt. Hierdurch wird die Funktionsfähigkeit bzw. Aktivität des Proteins beeinträchtigt und auf einen Wert von 0 bis 75%, 0 bis 50%, 0 bis 25%, 0 bis 10% oder 0 bis 5% reduziert. Die Nichtsinnmutation führt zu einem Stopp-Kodon im Kodierbereich des Gens und damit zu einem vorzeitigen Abbruch der Translation. Insertionen oder Deletionen von mindestens einem Basenpaar in einem Gen führen zu Rasterverschiebungsmutationen („frame shift mutations"), die dazu führen, dass falsche Aminosäuren eingebaut werden oder die Translation vorzeitig abbricht. Entsteht als Folge der Mutation ein Stopp-Kodon im Kodierbereich, so führt dies ebenfalls zu einem vorzeitigen Abbruch der Translation. Die genannten Maßnahmen werden vorzugsweise im 5'-terminalen Teil der Kodierregion durchgeführt, welcher für den N-Terminus des Polypeptids kodiert. Bezeichnet man die Gesamtlänge eines Polypeptids (gemessen als Anzahl der chemisch verbundenen L-Aminosäuren) mit 100%, so gehört – im Rahmen der vorliegenden Erfindung – zum N-Terminus des Polypeptids der Teil der Aminosäuresequenz, welcher, gerechnet ab der Start-Aminosäure L-Formyl-Methionin 80% der nachfolgenden L-Aminosäuren enthält.

Weitere Anleitungen zur Erzeugung derartiger Mutationen gehören zum Stand der Technik und können bekannten Lehrbüchern der Genetik und Molekularbiologie wie z.B. dem Lehrbuch von Knippers („Molekulare Genetik", 6. Auflage, Georg Thieme Verlag, Stuttgart, Deutschland, 1995), dem von Winnacker („Gene und Klone", VCH Verlagsgesellschaft, Weinheim, Deutschland, 1990) oder dem von Hagemann („Allgemeine Genetik", Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 1986) entnommen werden. Weitere Maßnahmen sind im Stand der Technik beschrieben.

Ein Methode zur gezielten Verringerung der Genexpression besteht darin, das abzuschwächende Gen unter die Kontrolle eines durch Zugabe dosierter Mengen von IPTG (Isopropyl-β-D-thiogalactopyranosid) induzierbaren Promotors, wie zum Beispiel des trc-Promotors oder des tac-Promotors, zu stellen. Hierzu eignen sich Vektoren wie beispielsweise der Escherichia coli Expressionsvektor pXK99E (WO0226787; hinterlegt gemäß Budapester Vertrag am 31. Juli 2001 in DH5alpha/pXK99E als DSM14440 bei der Deutschen Sammlung für Mikroorganismen und Zellkulturen (DSMZ, Braunschweig, Deutschland)) oder pVWEx2 (Wendisch, Ph. D. thesis, Berichte des Forschungszentrums Jülich, Jül-3397, ISSN 0994-2952, Jülich, Deutschland (1997)), die eine IPTGabhängige Expression des klonierten Gens in Corynebacterium glutamicum ermöglichen.

Eingesetzt wurde diese Methode beispielsweise in der Patentschrift WO0226787 zur regulierten Expression des deaD-Gens durch Integration des Vektors pXK99EdeaD in das Genom von Corynebacterium glutamicum und von Simic et al. (Applied and Environmental Microbiology 68: 3321-3327 (2002)) zur regulierten Expression des glyA-Gens durch Integration des Vektors pK18mobglyA' in Corynebacterium glutamicum.

Eine weitere Methode zur spezifischen Verringerung der Genexpression ist die Antisense-Technik, wobei kurze Oligodesoxynukleotide oder Vektoren zur Synthese längerer Antisense-RNA in die Zielzellen gebracht werden. Die Antisense-RNA kann dort an komplementäre Abschnitte spezifischer mRNAs binden und deren Stabilität verringern oder die Translatierbarkeit blocken. Ein Beispiel hierzu findet der Fachmann bei Srivastava et al. (Applied Environmental Microbiology 2000 Oct; 66 (10): 4366 – 4371).

Die durch die Maßnahmen der Erfindung erhaltenen isolierten coryneformen Bakterien zeigen eine im Vergleich zum eingesetzten Ausgangsstamm bzw. Elternstamm erhöhte Ausscheidung bzw. Produktion der gewünschten Aminosäure in einem Fermentationsprozess.

Unter isolierten Bakterien sind die erfindungsgemäßen, isolierten bzw. erzeugten Mutanten und rekombinanten Bakterien, insbesonders coryneformer Bakterien, zu verstehen, welche ein oxyR-Allel enthalten, das für einen OxyR-Transkriptionsregulator kodiert, der den beschriebenen Aminosäureaustausch an Position 89 der Aminosäuresequenz enthält.

Die Leistung der isolierten Bakterien bzw. des Fermentationsprozesses unter Verwendung derselben bezüglich eines oder mehrerer der Parameter ausgewählt aus der Gruppe der Produkt-Konzentration (Produkt pro Volumen), der Produkt-Ausbeute (gebildetes Produkt pro verbrauchter Kohlenstoff-Quelle) und der Produkt-Bildung (gebildetes Produkt pro Volumen und Zeit) oder auch anderer Prozess-Parameter und Kombinationen davon, wird um mindestens 0,5%, mindestens 1%, mindestens 1,5% oder mindestens 2% bezogen auf den Ausgangstamm bzw. Elternstamm bzw. den Fermentationsprozess unter Verwendung derselben verbessert.

Die erfindungsgemäßen, isolierten coryneformen Bakterien können kontinuierlich – wie beispielsweise in der PCT/EP2004/008882 beschrieben- oder diskontinuierlich im batch – Verfahren (Satzkultivierung) oder im fed batch (Zulaufverfahren) oder repeated fed batch Verfahren (repetitives Zulaufverfahren) zum Zwecke der Produktion von L-Aminosäuren kultiviert werden. Eine Zusammenfassung allgemeiner Art über bekannte Kultivierungsmethoden ist im Lehrbuch von Chmiel (Bioprozesstechnik 1. Einführung in die Bioverfahrenstechnik (Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 1991)) oder im Lehrbuch von Storhas (Bioreaktoren und periphere Einrichtungen (Vieweg Verlag, Braunschweig/Wiesbaden, 1994)) verfügbar.

Das zu verwendende Kulturmedium bzw. Fermentationsmedium muss in geeigneter Weise den Ansprüchen der jeweiligen Stämme genügen. Beschreibungen von Kulturmedien verschiedener Mikroorganismen sind im Handbuch „Manual of Methods for General Bacteriology" der American Society for Bacteriology (Washington D.C., USA, 1981) enthalten. Die Begriffe Kulturmedium, Fermentationsmedium und Nährmedium bzw. Medium sind gegenseitig austauschbar.

Als Kohlenstoffquelle können Zucker und Kohlehydrate wie z.B. Glucose, Saccharose, Laktose, Fructose, Maltose, Melasse, Saccharose-haltige Lösungen aus der Zuckerrübenoder Zuckerrohrherstellung, Stärke, Stärkehydrolysat und Cellulose, Öle und Fette, wie zum Beispiel Sojaöl, Sonnenblumenöl, Erdnußöl und Kokosfett, Fettsäuren, wie zum Beispiel Palmitinsäure, Stearinsäure und Linolsäure, Alkohole wie zum Beispiel Glycerin, Methanol und Ethanol und organische Säuren, wie zum Beispiel Essigsäure verwendet werden. Diese Stoffe können einzeln oder als Mischung verwendet werden.

Als Stickstoffquelle können organische Stickstoff-haltige Verbindungen wie Peptone, Hefeextrakt, Fleischextrakt, Malzextrakt, Maisquellwasser, Sojabohnenmehl und Harnstoff oder anorganische Verbindungen wie Ammoniumsulfat, Ammoniumchlorid, Ammoniumphosphat, Ammoniumcarbonat und Ammoniumnitrat verwendet werden. Die Stickstoffquellen können einzeln oder als Mischung verwendet werden.

Als Phosphorquelle können Phosphorsäure, Kaliumdihydrogenphosphat oder Dikaliumhydrogenphosphat oder die entsprechenden Natrium-haltigen Salze verwendet werden.

Das Kulturmedium muss weiterhin Salze beispielsweise in Form von Chloriden oder Sulfaten von Metallen wie beispielsweise Natrium, Kalium, Magnesium, Calcium und Eisen enthalten, wie zum Beispiel Magnesiumsulfat oder Eisensulfat, die für das Wachstum notwendig sind. Schließlich können essentielle Wuchsstoffe wie Aminosäuren beispielsweise Homoserin und Vitamine beispielsweise Thiamin, Biotin oder Pantothensäure zusätzlich zu den oben genannten Stoffen eingesetzt werden. Dem Kulturmedium können überdies geeignete Vorstufen der jeweiligen Aminosäure zugesetzt werden.

Die genannten Einsatzstoffe können zur Kultur in Form eines einmaligen Ansatzes hinzugegeben oder in geeigneter Weise während der Kultivierung zugefüttert werden.

Zur pH-Kontrolle der Kultur werden basische Verbindungen wie Natriumhydroxid, Kaliumhydroxid, Ammoniak bzw. Ammoniakwasser oder saure Verbindungen wie Phosphorsäure oder Schwefelsäure in geeigneter Weise eingesetzt. Der pH wird im Allgemeinen auf einen Wert von 6,0 bis 9,0 vorzugsweise 6,5 bis 8 eingestellt. Zur Kontrolle der Schaumentwicklung können Antischaummittel, wie zum Beispiel Fettsäurepolyglykolester eingesetzt werden. Zur Aufrechterhaltung der Stabilität von Plasmiden können dem Medium geeignete selektiv wirkende Stoffe, wie zum Beispiel Antibiotika hinzugefügt werden. Um aerobe Bedingungen aufrechtzuerhalten, werden Sauerstoff oder Sauerstoff-haltige Gasmischungen, wie zum Beispiel Luft in die Kultur eingetragen. Die Verwendung von Flüssigkeiten, die mit Wasserstoffperoxid angereichert sind, ist ebenfalls möglich. Gegebenenfalls wird die Fermentation bei Überdruck, beispielsweise bei einem Druck von 0,03 bis 0,2 MPa, gefahren. Die Temperatur der Kultur liegt normalerweise bei 20°C bis 45°C und vorzugsweise bei 25°C bis 40°C. Bei batch-Verfahren wird die Kultivierung solange fortgesetzt, bis sich ein Maximum der gewünschten Aminosäure gebildet hat. Dieses Ziel wird normalerweise innerhalb von 10 Stunden bis 160 Stunden erreicht. Bei kontinuierlichen Verfahren sind längere Kultivierungszeiten möglich.

Geeignete Fermentationsmedien sind unter anderem in der US 6,221,636, in der US 5,840,551, in der US 5,770,409, in der US 5,605,818, in der US 5,275,940, in der US 4,275,157 und in der US 4,224,409 beschrieben.

Methoden zur Bestimmung von L-Aminosäuren sind aus dem Stand der Technik bekannt. Die Analyse kann zum Beispiel so wie bei Spackman et al. (Analytical Chemistry, 30, (1958), 1190) beschrieben durch Anionenaustausch-Chromatographie mit anschließender Ninhydrin-Derivatisierung erfolgen, oder sie kann durch reversed Phase HPLC erfolgen, so wie bei Lindroth et al. (Analytical Chemistry (1979) 51: 1167-1174) beschrieben.

Gegenstand der Erfindung ist dementsprechend ein Verfahren zur Herstellung einer L-Aminosäure bei dem man

  • a) ein isoliertes coryneformes Bakterium in einem geeignetem Medium fermentiert, wobei das Bakterium ein für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodierendes Gen enthält, wobei in den Aminosäuresequenzen des Polypeptids das L-Alanin an der Position 89 oder der entsprechenden Position durch eine andere proteinogene Aminosäure, bevorzugt L-Valin, ersetzt ist, und
  • b) die L-Aminosäure in der Fermentationsbrühe oder in den Zellen des isolierten coryneformen Bakteriums akkumuliert.

Daran schließt sich im Allgemeinen das Sammeln (collecting) der im Nährmedium bzw. in der Fermentationsbrühe und/oder in den Zellen der Bakterien akkumulierten L-Aminosäure an, um zu einem festen oder flüssigen Produkt zu gelangen.

Unter einer Fermentationsbrühe versteht man ein Fermentationsmedium, in dem ein Mikroorganismus für eine gewisse Zeit und bei einer gewissen Temperatur kultiviert wurde. Das Fermentationsmedium bzw. die während der Fermentation eingesetzten Medien enthält/enthalten sämtliche Substanzen bzw. Komponenten, die eine Vermehrung des Mikroorganismus und eine Bildung der gewünschten Aminosäure sicherstellt.

Bei Abschluss der Fermentation enthält die entstandene Fermentationsbrühe dementsprechend a) die infolge der Vermehrung der Zellen des Mikroorganismus entstandene Biomasse (Zellmasse) des Mikroorganismus, b) die im Laufe der Fermentation gebildete, gewünschte Aminosäure, c) die im Laufe der Fermentation gebildeten organischen Nebenprodukte und d) die durch die Fermentation nicht verbrauchten Bestandteile des/der eingesetzten Fermentationsmediums/Fermentationsmedien bzw. der Einsatzstoffe wie beispielsweise Vitamine wie Biotin, Aminosäuren wie Homoserin oder Salze wie Magnesiumsulfat.

Zu den organischen Nebenprodukten gehören Stoffe, die von den bei der Fermentation eingesetzten Mikroorganismen gegebenenfalls neben der jeweiligen, erwünschten L-Aminosäure erzeugt und gegebenenfalls ausgeschieden werden. Hierzu zählen L-Aminosäuren, die im Vergleich zur erwünschten Aminosäure weniger als 30%, 20% oder 10% ausmachen. Hierzu gehören weiterhin organische Säuren, die ein bis drei Carboxyl-Gruppen tragen wie zum Beispiel Essigsäure, Milchsäure, Zitronensäure, Apfelsäure oder Fumarsäure. Schließlich gehören dazu auch Zucker wie zum Beispiel Trehalose.

Typische für industrielle Zwecke geeignete Fermentationsbrühen haben typischerweise einen Aminosäuregehalt von 30 g/kg bis 200 g/kg oder 40 g/kg bis 175 g/kg oder 50 g/kg bis 150 g/kg. Der Gehalt an Biomasse (als getrocknete Biomasse) beträgt im Allgemeinen 20 bis 50 g/kg.

Im Falle der Aminosäure L-Lysin sind im Stand der Technik im Wesentlichen vier verschiedene Produktformen bekannt.

Eine Gruppe L-Lysin-haltiger Produkte umfasst konzentrierte, wässrige, alkalische Lösungen von aufgereinigtem L-Lysin (EP-B-0534865). Eine weitere Gruppe, wie beispielsweise in der US 6,340,486 und US 6,465,025 beschrieben, umfasst wässrige, saure, Biomasse-haltige Konzentrate von L-Lysin-haltigen Fermentationsbrühen. Die bekannteste Gruppe fester Produkte umfasst pulverförmige oder kristalline Formen von aufgereinigtem bzw. reinem L-Lysin, das typischerweise in Form eines Salzes wie zum Beispiel L-Lysin-Monohydrochlorid vorliegt. Eine weitere Gruppe fester Produktformen ist beispielsweise in der EP-B-0533039 beschrieben. Die dort beschriebene Produktform enthält neben L-Lysin den größten Teil der während der fermentativen Herstellung verwendeten und nicht verbrauchten Einsatzstoffe und gegebenfalls die Biomasse des eingesetzten Mikroorganismus mit einem Anteil von >0% – 100%.

Im Falle der Aminosäuren L-Valin, L-Isoleucin, L-Prolin, L-Tryptophan und L-Homoserin sind im Stand der Technik im Wesentlichen Produktformen bekannt, die die betreffenden Aminosäuren in aufgereinigter bzw. reiner Form (> 95 Gew.-% oder > 98 Gew.-%) enthalten.

Entsprechend der verschiedenen Produktformen kennt man verschiedenste Verfahren, bei denen die L-Aminosäure aus der Fermentationsbrühe gesammelt, isoliert oder gereinigt wird, um das L-Aminosäure haltige Produkt oder die gereinigte L-Aminosäure herzustellen.

Zur Herstellung von festen, reinen L-Aminosäuren werden im Wesentlichen Methoden der Ionenaustauschchromatographie gegebenfalls unter Verwendung von Aktivkohle und Methoden der Kristallisierung angewendet. Im Falle des Lysins erhält man auf diese Weise die entsprechende Base oder ein entsprechendes Salz wie beispielsweise das Monohydrochlorid (Lys-HCl) oder das Lysinsulfat (Lys2-H2SO4).

Im Falle des Lysins ist in der EP-B-0534865 ein Verfahren zur Herstellung wässriger, basischer L-Lysin-haltiger Lösungen aus Fermentationsbrühen beschrieben. Bei dem dort beschriebenen Verfahren wird die Biomasse aus der Fermentationsbrühe abgetrennt und verworfen. Mittels einer Base wie beispielsweise Natrium-, Kalium- oder Ammoniumhydroxid wird ein pH-Wert zwischen 9 bis 11 eingestellt. Die mineralischen Bestandteile (anorganischen Salze) werden nach Konzentrierung und Abkühlung durch Kristallisation aus der Brühe abgetrennt und entweder als Dünger verwendet oder verworfen.

Bei Verfahren zur Herstellung von Lysin unter Verwendung der erfindungsgemäßen Bakterien werden auch solche Verfahren eingesetzt, bei denen Produkte erhalten werden, die Bestandteile der Fermentationsbrühe enthalten. Diese werden insbesondere als Tierfuttermitteladditive verwendet.

Je nach Anforderung kann die Biomasse ganz oder teilweise durch Separationsmethoden wie z.B. der Zentrifugation, der Filtration, dem Dekantieren oder einer Kombination hieraus aus der Fermentationsbrühe entfernt oder vollständig in ihr belassen werden. Gegebenenfalls wird die Biomasse bzw. die Biomasse enthaltene Fermentationsbrühe während eines geeigneten Verfahrensschrittes inaktiviert, beispielsweise durch thermische Behandlung (Erhitzen) oder durch Säurezugabe.

Die chemischen Bestandteile der Biomasse sind unter anderem die Zellhülle, beispielsweise das Peptidoglykan und das Arabinogalaktan, das Protein bzw. Polypeptid, beispielsweise das OxyR-Transkriptionsregulator Polypeptid, Lipide und Phospholipide und Nukleinsäuren (DNA und RNA), beispielsweise Polynukleotide enthaltend die erfindungsgemäße Mutation. Als Folge der Maßnahmen der Inaktivierung und/oder der weitereren Verfahrensschritte (beispielsweise Ansäuerung, Sprühtrocknung, Granulation etc.) liegen Nukleinsäuren typischerweise als Fragmente mit eine Länge von unter anderem ≥40 – 60 bp, >60 – 80 bp, >80 – 100 bp, >100 – 200 bp, >200 – 300 bp, >300 – 400 bp, >400 – 500 bp, >500 – 750 bp, >750 – 1000 bp, >1000 – 1250 bp, >1250 – 1500 bp, >1500 – 1750 bp, >1750 – 2000 bp, >2000 – 2500 bp, >2500 – 3000 bp, >3000 – 4000 bp, >4000 – 5000 bp vor.

In einer Verfahrensweise wird die Biomasse vollständig oder nahezu vollständig entfernt, sodass keine (0 %) oder höchstens 30%, höchstens 20%, höchstens 10%, höchstens 5%, höchstens 1% oder höchstens 0,1% Biomasse im hergestellten Produkt verbleibt. In einer weiteren Verfahrensweise wird die Biomasse nicht oder nur in geringfügigen Anteilen entfernt, sodass sämtliche (100%) oder mehr als 70%, 80%, 90%, 95%, 99% oder 99,9% Biomasse im hergestellten Produkt verbleibt. In einem erfindungsgemäßen Verfahren wird dementsprechend die Biomasse in Anteilen ≥ 0% bis ≤ 100% entfernt.

Schließlich kann die nach der Fermentation erhaltene Fermentationsbrühe vor oder nach der vollständigen oder teilweisen Entfernung der Biomasse mit einer anorganischen Säure wie beispielsweise Salzsäure, Schwefelsäure oder Phosphorsäure oder organischen Säure wie beispielsweise Propionsäure auf einen sauren pH-Wert gestellt werden (GB 1,439,728 oder EP 1 331 220). Es ist gleichfalls möglich die Fermentationsbrühe mit der vollständig enthaltenen Biomasse anzusäuern (US 6,340,486 oder US 6,465,025). Schließlich kann die Brühe auch durch Zusatz von Natriumbisulfit (NaHSO3, GB 1,439,728) oder einem anderen Salz beispielsweise Ammonium-, Alkali- oder Erdalkalisalz der schwefligen Säure stabilisiert werden.

Bei der Abtrennung der Biomasse werden gegebenenfalls in der Fermentationsbrühe enthaltene organische oder anorganische Feststoffe teilweise oder ganz entfernt. Die in der Fermentationsbrühe gelösten organischen Nebenprodukte und die gelösten nicht verbrauchten Bestandteile des Fermentationsmediums (Einsatzstoffe) bleiben mindestens teilweise (> 0%), bevorzugt zu mindestens 25%, besonders bevorzugt zu mindestens 50% und ganz besonders bevorzugt zu mindestens 75% im Produkt. Gegebenenfalls bleiben diese auch vollständig (100%) oder nahezu vollständig das heißt > 95% oder > 98% im Produkt. In diesem Sinne bedeutet der Begriff „Fermentationsbrühebasis", dass ein Produkt mindestens einen Teil der Bestandteile der Fermentationsbrühe enthält.

Anschließend wird der Brühe mit bekannten Methoden wie z.B. mit Hilfe eines Rotationsverdampfers, Dünnschichtverdampfers, Fallfilmverdampfers, durch Umkehrosmose oder durch Nanofiltration Wasser entzogen bzw. eingedickt oder konzentriert. Diese aufkonzentrierte Fermentationsbrühe kann anschließend durch Methoden der Gefriertrocknung, der Sprühtrocknung, der Sprühgranulation oder durch anderweitige Verfahren wie zum Beispiel in der zirkulierenden Wirbelschicht gemäß PCT/EP2004/006655 beschrieben, zu rieselfähigen Produkten insbesondere zu einem feinteiligen Pulver oder vorzugsweise grobkörnigem Granulat aufgearbeitet werden. Gegebenenfalls wird aus dem erhaltenen Granulat durch Sieben oder Staubabtrennung ein gewünschtes Produkt isoliert.

Es ist ebenfalls möglich, die Fermentationsbrühe direkt d. h. ohne vorherige Aufkonzentrierung durch Sprühtrocknung oder Sprühgranulation zu trocknen.

Unter „rieselfähig" versteht man Pulver, die aus einer Serie von Glasauslaufgefäßen mit verschieden großen Auslauföffnungen mindestens aus dem Gefäß mit der Öffnung 5 mm (Millimeter) ungehindert auslaufen (Klein: Seifen, Öle, Fette, Wachse 94, 12 (1968)).

Mit „feinteilig" ist ein Pulver mit überwiegendem Anteil (> 50 %) einer Korngröße von 20 bis 200 μm Durchmesser gemeint.

Mit „grobkörnig" ist ein Produkt mit einem überwiegendem Anteil (> 50 %) einer Korngröße von 200 bis 2000 μm Durchmesser gemeint.

Die Korngrößenbestimmung kann mit Methoden der Laserbeugungsspektrometrie durchgeführt werden. Die entsprechenden Methoden sind im Lehrbuch zur „Teilchengrößenmessung in der Laborpraxis" von R. H. Müller und R. Schuhmann, Wissenschaftliche Verlagsgesellschaft Stuttgart (1996) oder im Lehrbuch „Introduction to Particle Technology" von M. Rhodes, Verlag Wiley & Sons (1998) beschrieben.

Das rieselfähige, feinteilige Pulver kann wiederum durch geeignete Kompaktier- oder Granulier-Verfahren in ein grobkörniges, gut rieselfähiges, lagerbares und weitgehend staubfreies Produkt überführt werden.

Der Begriff „staubfrei" bedeutet, dass das Produkt lediglich geringe Anteile (< 5 %) an Körngrößen unter 100 μm Durchmesser enthält.

„Lagerbar", im Sinne dieser Erfindung, bedeutet ein Produkt, das mindestens ein (1) Jahr oder länger, bevorzugt mindestens 1,5 Jahre oder länger, besonders bevorzugt zwei (2) Jahre oder länger in trockener und kühler Umgebung gelagert werden kann ohne das ein wesentlicher Verlust (< 5%) der jeweiligen Aminosäure auftritt.

Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist dementsprechend ein Verfahren zur Herstellung eines L-Aminosäure, bevorzugt L-Lysin oder L-Tryptophan, haltigen Produktes, bevorzugt Tierfuttermittel-Additivs, aus Fermentationsbrühen, gekennzeichnet durch die Schritte

  • a) Kultivierung und Fermentation eines L-Aminosäure ausscheidenden coryneformen Bakteriums, welches mindestens ein oxyR-Allel enthält, das für ein Polypeptid mit OxyR-Transkriptionsregulator-Aktivität kodiert, welches eine Aminosäuresequenz umfasst, bei der an Position 89 oder der vergleichbaren Position eine der proteinogenen Aminosäuren ausgenommen L-Alanin, bevorzugt L-Valin enthalten ist, in einem Fermentationsmedium,
  • b) Entfernung der während der Fermentation gebildeten Biomasse in einer Menge von 0 bis 100 Gew.-%, und
  • c) Trocknung der gemäß a) und/oder b) erhaltenen Fermentationsbrühe, um das Produkt in der gewünschten Pulver- oder Granulatform zu erhalten
wobei gegebenenfalls vor Schritt b) oder c) eine Säure ausgewählt aus der Gruppe Schwefelsäure, Phosphorsäure oder Salzsäure hinzugefügt wird. Vorzugsweise wird im Anschluss an Schritt a) oder b) Wasser aus der L-Aminosäure haltigen Fermentationsbrühe entfernt (Aufkonzentration).

Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Herstellung eines Lysinsulfat haltigen Produktes, das in seinen Grundzügen in der DE 102006016158 beschrieben ist, und bei dem die unter Verwendung der erfindungsgemäßen Mikroorganismen erhaltene Fermentationsbrühe, aus der die Biomasse gegebenenfalls ganz oder teilweise abgetrennt wurde, weiterverarbeitet wird, indem man ein Verfahren durchführt das mindestens folgende Schritte umfasst:

  • a) den pH-Wert durch Zugabe von Schwefelsäure auf 4,0 bis 5,2, insbesondere 4,9 bis 5,1, absenkt, und ein molares Sulfat/L-Lysin-Verhältnis von 0,85 bis 1,2, bevorzugt 0,9 bis 1,0, besonders bevorzugt >0,9 bis <0,95, in der Brühe einstellt, gegebenenfalls durch Zugabe von einer weiteren oder mehreren Sulfat-haltigen Verbindung(n) und
  • b) das so erhaltene Gemisch durch Wasserentzug aufkonzentriert, und gegebenenfalls granuliert, wobei gegebenenfalls vor Schritt a) eine oder beide der folgenden Maßnahmen durchgeführt wird/werden:
  • c) Messung des molaren Verhältnisses von Sulfat/L-Lysin zur Ermittlung der benötigten Menge an Sulfat-haltiger (-haltigen) Verbindung (en)
  • d) Zusatz einer Sulfat-haltigen Verbindung ausgewählt aus der Gruppe Ammoniumsulfat, Ammoniumhydrogensulfat und Schwefelsäure in entsprechenden Verhältnissen.

Gegebenenfalls wird weiterhin vor Schritt b) ein Salz der schwefligen Säure, bevorzugt Alkalihydrogensulfat, besonders bevorzugt Natriumhydrogensulft in einer Konzentration von 0,01 bis 0,5 Gew.-%, bevorzugt 0,1 bis 0,3 Gew.-%, besonders bevorzugt 0,1 bis 0,2 Gew.-% bezogen auf die Fermentationsbrühe hinzugesetzt.

Als bevorzugte Sulfat-haltige Verbindungen im Sinne der oben genannten Verfahrensschritte sind insbesondere Ammoniumsulfat und/oder Ammoniumhydrogensulfat oder entsprechende Mischungen von Ammoniak und Schwefelsäure und Schwefelsäure selbst zu nennen.

Das molare Sulfat/L-Lysin-Verhältnis V wird nach der Formel: V = 2 × [SO42-]/[L-Lysin] berechnet. Diese Formel berücksichtigt die Tatsache, dass das SO42- Anion zweiwertig ist. Ein Verhältnis V = 1 bedeutet, dass ein stöchiometrisch zusammengesetztes Lys2(SO4) vorliegt, während bei einem Verhältnis von V = 0,9 ein 10%iger Sulfatunterschuss und bei einem Verhältnis von V = 1,1 ein 10% Sulfatüberschuss gefunden wird.

Vorteilhaft bei der Granulation oder Kompaktierung ist der Einsatz von üblichen organischen oder anorganischen Hilfsstoffen, bzw. Trägern wie Stärke, Gelatine, Cellulosederivaten oder ähnlichen Stoffen, wie sie üblicherweise in der Lebensmittel- oder Futterverarbeitung als Binde-, Gelier-, oder Verdickungsmittel Verwendung finden, oder von weiteren Stoffen wie zum Beispiel Kieselsäuren, Silikaten (EP0743016A) oder Stearaten.

Weiterhin ist es vorteilhaft die Oberfläche der erhaltenen Granulate mit Ölen zu versehen so wie es in der WO 04/054381 beschrieben ist. Als Öle können Mineralöle, pflanzliche Öle oder Mischungen pflanzlicher Öle verwendet werden. Beispiele für derartige Öle sind Sojaöl, Olivenöl, Sojaöl/Lecithingemische. In gleicher Weise sind auch Silikonöle, Polyethylenglykole oder Hydroxyethycellulose geeignet. Durch die Behandlung der Oberflächen mit den genannten Ölen erzielt man eine erhöhte Abriebfestigkeit des Produktes und einen Verringerung des Staubanteils. Der Gehalt an Öl im Produkt beträgt 0,02 bis 2,0 Gew.-%, bevorzugt 0,02 bis 1,0 Gew.-%, und ganz besonders bevorzugt 0,2 bis 1,0 Gew.-% bezogen auf die Gesamtmenge des Futtermitteladditivs.

Bevorzugt sind Produkte mit einem Anteil von ≥ 97 Gew.-% einer Korngröße von 100 bis 1800 μm oder einem Anteil von 95 Gew.-% einer Korngröße von 300 bis 1800 μm Durchmesser. Der Anteil an Staub d. h. Partikeln mit einer Korngröße < 100 μm liegt bevorzugt bei > 0 bis 1 Gew.-% besonders bevorzugt bei maximal 0,5 Gew.-%.

Alternativ kann das Produkt aber auch auf einen in der Futtermittelverarbeitung bekannten und üblichen organischen oder anorganischen Trägerstoff wie zum Beispiel Kieselsäuren, Silikate, Schrote, Kleien, Mehle, Stärken Zucker oder andere aufgezogen und/oder mit üblichen Verdickungs- oder Bindemitteln vermischt und stabilisiert werden. Anwendungsbeispiele und Verfahren hierzu sind in der Literatur (Die Mühle + Mischfuttertechnik 132 (1995) 49, Seite 817) beschrieben.

Schließlich kann das Produkt auch durch Beschichtungsverfahren („Coating") mit Filmbildnern wie beispielsweise Metallcarbonate, Kieselsäuren, Silikate, Alginate, Stearate, Stärken, Gummis und Celluloseether, wie in der DE-C-4100920 beschrieben, in einen Zustand gebracht werden, in dem es stabil gegenüber der Verdauung durch Tiermägen insbesondere dem Magen von Wiederkäuern ist.

Zur Einstellung einer gewünschten Aminosäurekonzentration im Produkt kann je nach Anforderung die entsprechende Aminosäure während des Verfahrens in Form eines Konzentrates oder gebenenfalls einer weitgehend reinen Substanz bzw. dessen Salz in flüssiger oder fester Form hinzugefügt werden. Diese können einzeln oder als Mischungen zur erhaltenen oder aufkonzentrierten Fermentationsbrühe, oder auch während des Trocknungs- oder Granulationsprozesses hinzugefügt werden.

Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Herstellung eines festen Lysin-haltigen Produktes, wie es in seinen Grundzügen in der US 20050220933 beschrieben ist, und das die Aufarbeitung der unter Verwendung der erfindungsgemäßen Mikroorganismen erhaltenen Fermentationsbrühe in folgenden Schritten umfasst:

  • a) Filtration der Fermentationsbrühe, bevorzugt mit einem Membranfilter, sodass ein Biomasse-haltiger Schlamm und ein Filtrat erhalten wird,
  • b) Aufkonzentration des Filtrates, bevorzugt so, dass ein Feststoffgehalt von 48 bis 52 Gew.-% erhalten wird,
  • c) Granulation des in Schritt b) erhaltenen Konzentrates, bevorzugt bei einer Temperatur von 50°C bis 62°C, und
  • d) Beschichtung des in c) erhaltenen Granulates mit einem oder mehreren der Beschichtungsmittel (coating agent(s)).

Zur Beschichtung in Schritt d) werden bevorzugt Beschichtungsmittel verwendet, welche ausgewählt werden aus der Gruppe, bestehend aus

  • d1) der in Schritt a) erhaltenen Biomasse,
  • d2) einer L-Lysin-haltigen Verbindung, bevorzugt ausgewählt aus der Gruppe L-Lysinhydrochlorid oder L-Lysinsulfat,
  • d3) einem im Wesentlichen L-Lysin-freien Stoff mit L-Lysingehalt < 1 Gew.-%, bevorzugt < 0,5 Gew.-%, bevorzugt ausgewählt aus der Gruppe Stärke, Karageenan, Agar, Kieselsäuren, Silikate, Schrote, Kleien und Mehle, und
  • d4) einem wasserabstoßenden Stoff, bevorzugt ausgewählt aus der Gruppe Öle, Polyethylenglykole und flüssige Paraffine.

Im Falle des Lysin wird bei der Herstellung Lysin-haltiger Produkte das Verhältnis der Ionen bevorzugt so eingestellt, dass das äquivalente Ionenverhältnis entsprechend nachstehender Formel 2 × [SO42-] + [Cl] – [NH4+] – [Na+] – [K+] – 2 × [Mg2+] – 2 × [Ca2+]/[L-Lys]0,68 bis 0,95, bevorzugt 0,68 bis 0,90 ergibt, so wie von Kushiki et al. in der US 20030152633 beschrieben (In den „[]" sind die molaren Konzentrationen anzugeben.).

Im Falle des Lysins hat das auf diese Weise hergestellte feste Produkt auf Fermentationsbrühebasis einen Lysingehalt (als Lysinbase) von 10 Gew.-% bis 70 Gew.-% oder 20 Gew.-% bis 70 Gew.-%, bevorzugt 30 Gew.-% bis 70 Gew.-% und ganz besonders bevorzugt von 40 Gew.-% bis 70 Gew.-% bezogen auf die Trockenmasse des Produkts. Maximale Gehalte an Lysinbase von 71 Gew.-%, 72 Gew.-%, 73 Gew.-% sind ebenfalls möglich.

Im Falle einer elektrisch neutralen Aminosäure wie dem L-Tryptophan hat das auf diese Weise hergestellte feste Produkt auf Fermentationsbrühebasis einen Aminosäuregehalt von mindestens 5 Gew.-%, 10 Gew.-%, 20 Gew.-%, 30 Gew.-% und maximal 50 Gew.-%, 60 Gew.-%, 70 Gew.-%, 80 Gew.-%, 90 Gew.-% oder bis 95 Gew.-%.

Der Wassergehalt des festen Produktes beträgt bis zu 5 Gew.-%, bevorzugt bis zu 4 Gew.-%, und besonders bevorzugt weniger als 3 Gew.-%.

Gegenstand der Erfindung ist daher auch ein L-Lysin haltiges Futtermitteladditiv auf Fermentationsbrühebasis, welches folgende Merkmale aufweist

  • a) einen Lysingehalt (als Base) von mindestens 10 Gew.-% bis maximal 73 Gew.-%,
  • b) einen Wassergehalt von höchstens 5 Gew.-%, und
  • c) einen Biomassegehalt ensprechend mindestens 0,1 % der in der Fermentationsbrühe enthaltenen Biomasse, wobei die gegebenenfalls inaktivierte Biomasse aus erfindungsgemäßen coryneformen Bakterien gebildet wird.

Gegenstand der Erfindung ist daher auch ein L-Tryptophan haltiges Futtermitteladditiv auf Fermentationsbrühebasis, welches folgende Merkmale aufweist

  • a) einen Tryptophangehalt von mindestens 5 Gew.-% bis maximal 95 Gew.-%,
  • b) einen Wassergehalt von höchstens 5 Gew.-%, und
  • c) einen Biomassegehalt ensprechend mindestens 0,1 % der in der Fermentationsbrühe enthaltenen Biomasse, wobei die gegebenenfalls inaktivierte Biomasse aus erfindungsgemäßen coryneformen Bakterien gebildet wird.

Der Stamm MH20-22B wurde am 28. Oktober 2004 bei der Deutschen Sammlung für Mikroorganismen und Zellkulturen (DSMZ, Braunschweig, Deutschland) als DSM 16835 hinterlegt.

Die erfindungsgemäße Mutante Corynebacterium glutamicum DM1914, die L-Valin an Position 89 der Aminosäuresequenz des OxyR-Polypeptids enthält, wurde am 15. Mai 2006 bei der Deutschen Sammlung für Mikroorganismen und Zellkulturen (DSMZ, Braunschweig, Deutschland) als DSM 18259 hinterlegt.

Es folgt ein Sequenzprotokoll nach WIPO St. 25.Dieses kann von der amtlichen Veröffentlichungsplattform des DPMA heruntergeladen werden.